RECENZENT WYDAWNICZY Dr hab. Lucyna Witalińska PROJEKT OKŁADKI Marcin Bruchnalski Na okładce zamieszczono zdjęcie spermatozeugm z rodzaj Mimagoniates i Xenurobrycon. Fot. Anna Pecio. REDAKTOR Dorota Węgierska ADIUSTACJA Katarzyna Jagieła SKŁAD I ŁAMANIE Barbara Kerschner © Copyright by Anna Pecio & Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiellońskiego Preprint, książka przed korektą wydawniczą, nieprzeznaczona do sprzedaży ISBN 978-83-233-2963-3 www.wuj.pl Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiellońskiego Redakcja: ul. Michałowskiego 9/2, 31-126 Krak tel. 12-631-18-81, tel./fax 12-631-18-83 Dystrybucja: ul. Wrocławska 53, 30-011 Krak tel. 12-631-01-97, tel./fax 12-631-01-98 tel. kom. 506-006-674, e-mail: sprzedaz@wuj.pl Konto: PEKAO SA, nr 80 1240 4722 1111 0000 4856 3325 SPIS TREŚCI 1. WPROWADZENIE ....................................................................................................9 1.1. RYBY (PISCES) SENSU LATO ....................................................................... 9 1.2. RYBY KOSTNOSZKIELETOWE (TELEOSTEI) – ZRÓŻNICOWANE MECHANIZMY BIOLOGII ROZRODU ........................................................ 11 1.3. INSEMINACJA – PLEZJOMORFICZNA CZY APOMORFICZNA CECHA WŚRÓD PIERWOTNYCH ŻUCHWOWCÓW? ..............................14 1.4. POTENCJALNE KORZYŚCI WYNIKAJĄCE Z INSEMINACJI .................16 1.5. INSEMINACJA A SPOSÓB ZAPŁODNIENIA U WSPÓŁCZEŚNIE ŻYJĄCYCH GATUNKÓW RYB KOSTNOSZKIELETOWYCH ................20 1.6. INSEMINACJA – WSTĘPNY ETAP W EWOLUCJI ŻYWORODNOŚCI ....21 1.7. MODYFIKACJE UKŁADU ROZRODCZEGO I PŁETW SAMCÓW RYB KOSTNOSZKIELETOWYCH UŁATWIAJĄCE PRZEKAZYWANIE GAMET ........................................................................................................... 25 2. MATERIAŁ I METODY ........................................................................................... 29 2.1. GLANDULOCAUDINAE I STEVARDIINAE – HISTORIA BADAŃ ........ 29 2.2. METODY BADAŃ W MIKROSKOPIE ELEKTRONOWYM TRANSMISYJNYM I SKANINGOWYM ................................................................... 32 3. WYNIKI I DYSKUSJA ............................................................................................. 35 3.1. MODYFIKACJE W STRUKTURZE JĄDRA ZWIĄZANE Z INSEMINACJĄ PRZEDSTAWICIELI GLANDULOCAUDINAE I STEVARDIINAE ...35 3.2. ZRÓŻNICOWANIE MORFOLOGICZNEJ BUDOWY SPERMATOZEUGM I MECHANIZMÓW ICH POWSTAWANIA ................................................... 37 3.3. PRZEBIEG PROCESU SPERMIOGENEZY .................................................. 39 3.4. MODYFIKACJE W ULTRASTRUKTURZE PLEMNIKÓW ........................ 43 4. WNIOSKI ................................................................................................................... 47 5. STRESZCZENIE ........................................................................................................ 49 6. ABSTRACT ................................................................................................................ 51 7. PODZIĘKOWANIA ................................................................................................... 53 8. BIBLIOGRAFIA ........................................................................................................ 55 9. OBJAŚNIENIA DO TABLIC ..................................................................................... 63 FIGURE LEGENDS ................................................................................................... 63 Monografia ta jest rozprawą habilitacyjną powstałą na podstawie wymienionych poniżej publikacji oraz danych nieopublikowanych Pecio A., Rafiński J. (1999). Spermiogenesis in Mimagoniates barberi (Teleostei: Ostariophysi: Characidae), an oviparous, internally fertilizing fi sh. Acta Zoologica (Stockholm), 80: 35–45. Pecio A., Lahnsteiner F., Rafiński J. (2001). Ultrastructure of the epithelial cells in the aspermatogenic part of the testis in Mimagoniates barberi (Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae) and the role of their secretions in the spermatozeugmata forma-tion. Annals of Anatomy, 183: 427–435. Pecio A., Burns J.R., Weitzman S.H. (2005). Sperm and spermatozeugma ultrastructure in the inseminating species Tyttocharax cochui, T. tambopatensis and Scopaeocharax rhinodus (Pisces: Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae: Xenurobryconi-ni). Journal of Morphology, 263: 216–226. Pecio A., Burns J.R., Weitzman S.H. (2007). Comparison of spermiogenesis in the externally fertilizing Hemigrammus erythrozonus, Durbin 1909 and the inseminating Corynopoma riisei, Gill 1858 (Teleostei: Characiformes: Characidae). Neotropical Ichthyology, 4: 457-470. Burns J.R., Pecio A., Weitzman S.H. (2008). Sperm and spermatozeugma structure in the inseminating species Xenurobrycon spp. (Teleostei: Characidae: Stevardiinae: Xenurobryconini). Copeia, 2008: 656–660. Prace te były finansowane z grant komitetu Badań Naukowych: BW/IZ/64/2006, BW/IZ/7/99, 3 PO4C 065 24. Niniejsza publikacja jest fi nansowana ze środk Instytutu Zoologii: K/2DS/000824 1. WPROWADZENIE 1.1. RYBY (PISCES) SENSU LATO Ryby (Pisces) w potocznym znaczeniu to grupa zwierząt posiadających skrzela oraz kończyny w formie płetw. Obejmuje ona ponad 31 tys. gatunk kręgowc, zasiedlających rżnorodne siedliska w słonych i słodkich, charakteryzujących się wielkim zrżnicowaniem oraz wykazujących między sobą dalekie pokrewieństwa filogenetyczne. W wyniku dywergencji, kta zaszła około 450 mln lat temu, stopień pokrewieństwa między obecnie żyjącymi rybami chrzęstnoszkieletowymi (Chondrichthyes) a rybami kościstymi (Osteichthyes), do ktych należą ryby promieniopłewe (Actinopterygii) i mięśniopłetwe (Sarcopterygii), jest znacznie mniejszy niż między wyraźnie zrżnicowanymi grupami w obrębie czworonog (Tetrapoda = Amphibia + Amniota)1 (ryc. 1). Ponadto, zgodnie z zasadami klasyfi kacji kladystycznej, wszystkie czworonogi stanowią kontinuum taksonu Sarcopterygii i jako zwierzęta należące do grupy Rhipidistia wykazują bliskie pokrewieństwo z wymar-łymi przedstawicielami ryb tej grupy z rodziny Elpistostegidae (Osteolepiformes), stanowiącej grupę siostrzaną dla Tetrapoda (Janvier 2002). Tak więc pokrewieństwa między pierwotnymi czworonogami a rybami z rzędu Osteolepiformes są niepornywalnie bliższe niż te istniejące w obrębie szeroko pojmowanego polifi letycznego taksonu ryby. Długotrwała ewolucja i adaptacja ryb do rżnorodnych warunk siedlisk, trwa-jąca od ponad 450 mln lat, przekłada się na istotne rżnice nie tylko w anatomicznej budowie np. szkieletu, układu oddechowego (hemibranchia, przegrody skrzelowe i szpary skrzelowe versus holobranchia, łuki skrzelowe i wieczko skrzelowe) czy rodzajach wytwor sky właściwej (łuski plakoidalne versus łuski elastyczne), jakie istnieją pomiędzy rybami chrzęstnoszkieletowymi a kościstymi, ale także na ogromne zrżnicowanie biologii rozrodu tych zwierząt. Dotyczy to mechanizm determinacji płci, budowy i hormonalnej regulacji układ rozrodczych, ultrastrukturalnej budowy gamet, sposob zaplemnienia i zapłodnienia, mechanizm fuzji gamet 1 Wszystkie dywergencje grup w obrębie żuchwowc (Gnathostomata) i nazwy takson wg Pough F.H., Janis C.M., Heiser J.B., red. Vertebrate Life. 7th Edition. Pearson Education Ltd. London, 2005. i rozwoju zarodk oraz opieki nad potomstwem. U ryb chrzęstnoszkieletowych dominującą strategią jest żyworodność (ponad 70% gatunk), a do zapłodnienia zawsze dochodzi po owulacji, podczas gdy u ryb kostnoszkieletowych w przypadku niektych gatunk z zapłodnieniem wewnętrznym, np. Poeciliidae może dojść do fuzji gamet nawet przed owulacją (Jasiński 1966; Wourms et al. 1988; Pecio 2001). Ryc. 1. Filogenetyczne pokrewieństwa w obrębie żuchwowc, Gnathostomata (wg Pough et al. 2007; zmienione) Badanie zrżnicowanych mechanizm biologii rozrodu wśr ryb kostnoszkieletowych daje z jednej strony możliwość poznania szerokiego spektrum rżnorod-ności strategii, wśr nich także absolutnie unikatowych dla kręgowc, takich jak np. występowanie funkcjonalnego hermafrodytyzmu (27 rodzin) czy zrżnicowanie form dymorfi zmu płciowego w ciągu życia ontogenetycznego (np. Lepomis macrochirus), odzwierciedlających plastyczność ewolucyjną adaptacji zwiększających sukces rozrodczy (Breder i Rosen 1966; Balon 1985; Neff et al. 2002; Sadovy i Lui 2008). Z drugiej strony, ze względu na obecność pierwotnych (np. zapłodnie-nie zewnętrzne), jak i zmienionych sposob rozrodu (inseminacja, żyworodność) na poziomie rżnych takson (np. rzęd, rodzin czy nawet rodzaj) badania te dają rnież możliwość odtworzenia hipotecznego scenariusza i chronologii epizod w ewolucji rozrodu, przy założeniu, że znane są pokrewieństwa fi logenetyczne np. z analizy sekwencji DNA. Korelacja danych dotyczących biologii rozrodu oraz danych molekularnych pozwala określić zarno pierwotny (plezjomorfi czny) jak i wtny (apomorficzny) stan określonego typu rozrodu. 1.2. RYBY KOSTNOSZKIELETOWE (TELEOSTEI) – ZRÓŻNICOWANE MECHANIZMY BIOLOGII ROZRODU Ryby kostnoszkieletowe (Teleostei) tworzą monofiletyczny takson o randze pododdziału w obrębie podgromady ryb promieniopłetwych (Actinopterygii) (Arratia 2000). Do taksonu tego, będącego najliczniejszym zarno ze względu na liczbę gatunk, jak i osobnik wśr kręgowc, należy ponad 29 tys. wspłcześnie żyjących gatunk zgrupowanych w 482 rodzinach (ryc. 2) (Nelson 1994). Pierwsi przedstawiciele ryb kostnoszkieletowych pojawili się na przełomie permu i triasu (około 251 mln lat temu), a już pod koniec kredy pojawiają się przedstawiciele co najmniej 400 rodzin, czyli znakomitej większości wspłcześnie żyjących grup, zasiedlających nie tylko wody morskie, ale przede wszystkim wody śrlądowe. Szybką radiację ewolucyjną umożliwiły im m.in. zmiany w budowie płetw oraz znaczna ruchomość kości szczęk. Niewątpliwie jednym z czynnik umożliwiających adaptacje do rżnorodnych siedlisk w morskich (rafy koralowe, głębiny), jak i słod-kich (rzeki, jeziora, stawy), był rnież rozw rozmaitych strategii optymalizujących sukces rozrodczy. Przeważająca większość ryb kostnoszkieletowych, podobnie jak prawie wszystkie pozostałe kręgowce, jest rozdzielnopłciowa (gonochorystyczna). Z tego też powodu rżne formy hermafrodytyzmu, zarno symultanicznego, spotykanego np. wśr ryb strzępielowatych (Serranidae) czy skrzelokształtnych (Aulopiformes), jak i sekwencyjnego jak protandria u niektych przedstawicieli ryb prażmowatych (Sparidae) i protogynia u papugoryb (Scaridae) oraz wargaczowatych (Labridae), czynią tę grupę ryb niezwykle interesującą w badaniach mechanizm determinujących płeć (Bl 1986; Bieniarz i Epler 1991; Sadovy i Liu 2008). Zjawisko hermafrodytyzmu funkcjonalnego jest tym bardziej interesujące, że tylko u ryb kostnoszkieletowych jest on połączony z procesem samozapłodnienia – np. u Rivulus (Kryptolebias) marmoratus oraz przedstawicieli rodziny Ipnopidae (Turner et al. 1992; Sakakura et al. 2006). Wyjątkowość rozrodu ryb kostnoszkieletowych dotyczy także partenogenetycznych gatunk jednopłciowych np. u molinezji (Poecilia formosa) lub jednopłciowych populacji karasia srebrzystego (Carrasius auratus gibelio), rozmnażających się na drodze gynogenezy. W obu przypadkach plemnik jedynie aktywuje podziały komki jajowej diploidalnej u molinezji lub triploidalnej u karasia. Tak powstające młode osobniki są identyczne genetycznie z rodzicielskimi samicami, gdyż plemniki nie wnikają do jaja i nie wnoszą materiału genetycznego. Oprz unikatowego zjawiska gynogenezy występuje także absolutnie niezwykłe wśr kręgowc (a typowe dla roślin) zjawisko apomiksji, w ktym jaja produkowane są na drodze mitozy (Hoar 1969; Dawley 1989; Boroń 1992). Ryc. 2. Filogenetyczne powiązania kręgowc z rzędami ryb kostnoszkieletowych, Teleostei. * rzędy, w ktych występuje inseminacja (wg Nelson 1994; zmienione) Układ rozrodczy ryb kostnoszkieletowych, rozwijający się podczas ontogenezy bez udziału komek blastemy nerkowej, składa się wyłącznie z gonad, ktych końcowe fragmenty tworzą drogi wyprowadzające gamety na zewnętrz organizmu. Tak więc u ryb kostnoszkieletowych, w przeciwieństwie do pozostałych kręgowc, nie występujążadne wyspecjalizowane przewody wyprowadzające gamety będące strukturami homologicznymi do jajowod (sensu przew Mlera) i nasieniowod (sensu przew Wolffa) (Hoar 1969). Cechą wyrżniającą układ rozrodczy jest osiąganie wysokich wartości masy gonad w stosunku do ognej masy ciała osobnika, kta może wynosić ponad 10% (tzw. indeks gonadosomatyczny [GSI] np. u Salmo gairdneri GSI = 10, u Mugil cephalus GSI = 12,5), podczas gdy u większości ssak waha się od 0,1–0,2 % (Billard 1987; Stockley et al. 1997; Moreira et al. 1997). Umożliwia to produkcję ogromnej liczby gamet, szczegnie imponującej w odniesieniu do wytwarzania jaj, kta u samogłowa (Mola mola) może wynosić rekordowo ponad 3 mln (Załachowski 1997). Dominującym sposobem rozrodu ryb kostnoszkieletowych jest jajorodność. Znakomita większość gatunk ryb kostnoszkieletowych (prawie 97%) w okresie godowym uwalnia do wody ogromne ilości gamet, ktych połączenie następuje poza organizmem samicy (zapłodnienie zewnętrzne). Gamety składane do wody ulegają szybko rozproszeniu, co zwiększa odległość między nimi i znacznie zmniejsza szanse zapłodnienia. Dodatkowym czynnikiem limitującym zapłodnienie jest fakt, że plemniki w środowisku zewnętrznym mają bardzo ograniczony czas, w ktym zachowują zdolność do ruchu. Wszystkie te czynniki wpływają na strategię rozrodu związaną z inwestowaniem w wytwarzanie ogromnej liczby gamet (Petersen i Warner 1998). Płodność wielu gatunk nie przekłada się na ich wysoki sukces rozrodczy. Większość gamet uwalnianych do środowiska zewnętrznego przez obie płcie często nie ma nawet szansy na zetknięcie się, a tym samym na zapłodnienie, ze względu na rżne czynniki, np. intensywne ruchy wody, drapieżniki czy krki okres żywotno-ści plemnik. Stąd też u niektych ryb kostnoszkieletowych dob naturalny popierał każdą strategię zwiększającą szanse zapłodnienia, jak np. proces inseminacji i zapłodnienia wewnętrznego, a także wiele taktyk zwiększających szanse przeżycia potomstwa, czyli rżnorodne formy opieki nad potomstwem, w tym żyworodność (Gross i Shine 1981; Grier 1981; Wourms et al. 1988; Uribe et al. 2005). Odmienną strategią od jajorodności połączonej z zapłodnieniem zewnętrznym (ang. ovuliparity) jest jajorodność poprzedzona inseminacją wewnętrzną (oviparity) i zapłodnieniem. Wprowadzenie plemnik do układu rozrodczego samic w znaczny spos zmieniło biologię rozrodu. W pierwszym etapie spowodowało wzrost szansy na zapłodnienie ze względu na zminimalizowanie odległości między gametami obu płci znajdującymi się w obrębie jajnika. Mogła to być krkotrwała asocjacja gamet, po ktej mogło nastąpić zapłodnienie wewnętrzne, czyli fuzja gamet w organizmie samicy (chociaż nie zawsze; zob. rozdz. 1.5.: wewnętrzna asocjacja gamet), a jaja składane do środowiska zewnętrznego były w stadium zygoty (ang. zygopari-ty). Tak więc inseminacja przyczyniła się do zmniejszenia liczby wytwarzanych gamet, wpisując się w początkowe etapy ewolucji szerokiego spektrum strategii rozrodczych od „r” do „K”. W następnych etapach ewolucji, dzięki modyfikacjom w układzie rozrodczym samic, mogła pojawić się z jednej strony tendencja do przetrzymywania plemnik zdolnych do zapłodnienia przez dłuższy czas i składania zapłodnionych jaja w korzystnych warunkach dla rozwoju zarodk. Z drugiej strony modyfi kacje mogły też umożliwić przetrzymywanie zapłodnionych jaj, tak więc składane jaja mogły zawierać zarodki w rżnych stadiach embriogenezy (embrioparity). Wydłużanie okresu przetrzymywania zarodk w jajnikach aż do momentu ich wylęgania się z osłonek lub przetrzymywanie ich w ciele samicy po opuszczeniu osłonek przyczyniło się do powstania żyworodności fakultatywnej, a następnie obligatoryjnej (Blackburn et al. 1985; Wourms et al. 1988; Pecio 2003). 1.3. INSEMINACJA – PLEZJOMORFICZNA CZY APOMORFICZNA CECHA WŚRÓD PIERWOTNYCH ŻUCHWOWCÓW? Istnieje wiele hipotez, opartych na danych bezpośrednich, jak i pośrednich, prbujących wyjaśnić, kty ze sposob zapłodnienia: zewnętrzny czy wewnętrzny jest stanem pierwotnym dla żuchwowc (Gnathostomata) (Jamieson 1991; Ahlberg 2009). Tych pierwszych dostarczają dane paleontologiczne odnoszące się do przedstawicieli pierwotnej grupy żuchwowc, czyli tarczowc (Placodermi) z rodziny Ptyctodontidae. U części przedstawicieli tej grupy, będących najprawdopodobniej samcami, stwierdzono modyfikacje w szkielecie płetw brzusznych, związane najprawdopodobniej z inseminacją. Sugeruje się, że zapłodnienie wewnętrzne charakteryzujące wszystkie ryby chrzęstnoszkieletowe może być odziedziczone właśnie po tarczowcach (Pough et al. 2007). Interesujących danych dostarczyło także odkrycie w pokładach z gnego dewonu z Gogo (Australia) samic z rodzaj Mater-piscis, Austroptyctodus i Incisoscutum z zachowanymi w ciele zarodkami, co niezbicie potwierdza żyworodność jako strategię dość powszechną wśr tarczowc (Long et al. 2008; 2009). Skoro więc żyworodność jako strategia bardzo zaawansowana w modyfikacjach obu płci jest obecna u tarczowc będących wyjściową grupążuchwowc, to najprawdopodobniej dla ryb chrzęstnoszkieletowych zapłodnienie wewnętrzne jest cechą plezjomorfi czną, odziedziczoną po tych pancernych przodkach (ryc. 1). Natomiast w grupie siostrzanej Teleostomi (zawierającej wymar-łe ryby fałdopłewe Acanthodii + Osteichthyes) zapłodnienie zewnętrzne mogło się pojawić w całej grupie lub tylko u Actinopterygii. Obecnie nie ma danych na temat biologii rozrodu wymarłej grupy ryb fałdopłetwych, Acanthodi, natomiast wśr ryb kościstych (Osteichthyes = Actinopterygii + Sarcopterygii) spos zapłodnienia jest zrżnicowany. Dla pierwotnych grup Actinopterygii, w tym wymarłych Paleonisciformes, brakuje danych o biologii rozrodu, natomiast u wspłcześnie żyjących przedstawicieli rzędu jesiotrowatych (Acipenseriformes) i nowopłetwych (Neopterygii) występuje głnie zapłodnienie zewnętrzne (ryc. 3). Wśr obecnie żyjących przedstawicieli Sarcopterygii u ryb dwudysznych (Dipnoi) występuje zapłodnienie zewnętrzne, natomiast w rodzaju Latimeria żyworodność. Ryc. 3. Filogenetyczne pokrewieństwa w obrębie wspłcześnie żyjących przedstawicieli ryb kościstych, Osteichthyes (wg Jamieson et al. 1991; zmienione) Argument pośrednich na pierwotny, wewnętrzny spos zapłodnienia, dostarczają dane odnoszące się do struktury plemnik wspłcześnie żyjących gatunk. Wykazują one, że plemniki większości przedstawicieli takson pierwotnych ryb (ryby chrzęstnoszkieletowe, Latimeria) posiadają bardziej skomplikowaną strukturę powiązaną z zapłodnieniem wewnętrznym. Ekstrapolując tę zasadę, można przypuszczać, że bardzo złożona budowa plemnik np. wspłcześnie żyjących śluzic2 została odziedziczona po przodkach, u ktych mogła być związana z występowa-niem zapłodnienia wewnętrznego (Jamieson 1991). Tak więc inseminacja, a być może zapłodnienie wewnętrzne występowało już u bezszczękowc (bezżuchwow-c, Agnatha). Dodatkowych argument można doszukać się u minog, posiadających narządy kopulacyjne. Mogły one zostać odziedziczone po przodkach, chociaż spos zapłodnienia u tych wspłcześnie żyjących jest zewnętrzny, co mogło się zmienić niedawno. Niezależnie od wyniku rozważań, kty ze sposob zapłodnienia jest stanem pierwotnym dla kręgowc, wiadomo, że dla ryb kostnoszkieletowych zapłodnie-nie zewnętrzne jest najprawdopodobniej cechą plezjomorfi czną, odziedziczoną po przodku tuż po dywergencji rozdzielającej takson ryb promieniopłetwych Actinopterygii [Cladistia + Actinopteri {Chondrostei + Neopterygii (Halecomorphi + Tele 2 Śluzice ze względu na obecność wielu pierwotnych cech nie są włączane przez wielu systematyk do kręgowc (Vertebrata), lecz tworzą z nimi jako grupa siostrzana takson czaszkowce (Craniata) (Purnell 2001). ostei)}] od ryb mięśniopłetwych Sarcopterygii (ryc. 1). U wszystkich wspłcześnie żyjących przedstawicieli grup Cladistia i Chondrostei występuje zapłodnienie ze-wnętrzne, podobnie jak u znakomitej większości grupy Neopterygii, u ktych wiąże się ono z bardzo prostą budową plemnika. Posiada on kulistą głkę, wstawkę oraz aparat ruchu w postaci 1–2 witek i jest określany wg wspłczesnych klasyfi ka-cji jako plemnik prosty (simple aquasperm) (Jamieson 1991). Plemniki Neopterygii, w odrżnieniu od plemnik wszystkich pozostałych kręgowc, nie posiadają akrosomu (simple anacrosomal aquasperm). Brak akrosomu, cecha apomorfi czna Neopterygii, pojawiła się najprawdopodobniej głnie w związku z zasiedlaniem w śrlądowych i jest skorelowana ze specyfi czną budową oocytu posiadającego w chorionie kanał mikropylarny, umożliwiający plemnikowi wnikanie do komki jajowej bez konieczności rozpuszczania twardej osłonki (Baccetti 1979; 1985). Kanał mikropylarny lub pierwotnie obecność wielu otwor dla plemnik w niepenetrowalnej osłonce jajowej pojawił się po raz pierwszy (oprz śluzic) u przodka grupy Actinopterii. Jednak wśr niektych obecnie żyjących przedstawicieli kostnołuskich (Chondrostei), a mianowicie jesiotr (Acipenseridae) wspłwystępowa-nie plemnik zachowujących akrosom oraz obecność w chorionie wielu kanał dla plemnik jest absolutnie wyjątkowe i być może jest odzwierciedleniem stanu przejściowego w ewolucji tych cech (Jamieson 1991). 1.4. POTENCJALNE KORZYŚCI WYNIKAJĄCE Z INSEMINACJI Wśr wspłcześnie żyjących ryb kostnoszkieletowych inseminacja występuje jako cecha wtna co najmniej w 10 rzędach bezpośrednio z sobą niespokrewnionych (tab. 1). Pojawienie się inseminacji jako nowego epizodu w biologii rozrodu ryb kostnoszkieletowych, niezależnie i wielokrotnie w tak wielu grupach, sugeruje, że powstała ona zapewne jako adaptacja w odpowiedzi na rżne czynniki, w wyniku ktych nacisk doboru naturalnego wywierał presję na skuteczność zapłodnienia. Jedną z przyczyn mogły stanowić zmiany zachodzące w środowisku zewnętrznym, kte np. obniżały okres przeżywania plemnik i zachowania przez nie zdolno-ści do zapłodnienia. Plemniki ryb kostnoszkieletowych o zapłodnieniu zewnętrznym pozbawione są ochrony, w przeciwieństwie do jaj posiadających chorion. Tak więc to plemniki narażone są na działanie odmiennych warunk jakie istnieją między środowiskiem wewnątrz organizmu a środowiskiem zewnętrznym, do ktych nale-żą m.in. szok osmotyczny (hipoosmolarność w wodach słodkich, hiperosmolarność w wodach słonych) oraz zmiana pH. Oba te czynniki decydują nie tylko o przeżywaniu plemnik, ale przede wszystkim o zachowaniu zdolności do ruchu, niezbędnej w dotarciu do jaja. W wodach słodkich największym problemem jest hipoosmolarność środowiska, kta powoduje pękanie błon komkowych wskutek nadmiernego uwodnienia. Skutkuje to znacznie krszążywotnością plemnik u ryb słodko-wodnych, kta np. u rżnych gatunk ryb łososiowatych (Salmonidae) wynosi od 10 sek. do maksymalnie 8.5 min. przy przeciętnej długości przeżycia od 2–3 min. Tabela 1 Rząd Osteoglossiformes Characiformes: Siluriformes: Osmeriformes Ophidiiformes: Atheriniformes: Beloniformes: Rodzina Pantodontinae Characidae: AuchenipteridaeScoloplacidaeAstroblepidae Galaxiidae: Aphyonidae Bythitidae: Parabrotulidae Atherinopsidae Phallostethidae Adrianichthyidae Hemiramphidae Podrodzina Glandulocaudinae:StevardiinaeCheirodontinae Incertae sedis Lepidogalaxiinae BythinaeBrosmophycinae Zenarchopterinae Szczep Rodzaj Gatunek Compsurini Barathronus Labidesthes sicculus Xenopoecilus Horaichthys setnai Cyprinodontiformes: Scorpeniformes: Perciformes: Rivulidae Anablepidae GoodeidaePoeciliidae Scorpenidae Comephoridae CottidaeHemitripteridaeAgonidae Apogonidae Zoarcidae Labrisomidae EmbiotocidaeClinidae Rivulus marmoratus,Campellolebias bruceiCynopoecilus melanotaenia Anableps, Jenynsia Sebastes Comephorus Zoarces Starksia, Xenomedea Sebasticus marmoratus,Helicolenus dactylopterus (Billard i Cosson 1992; Lahnsteiner et al. 1996; Vladić i Järvi 1997; Molony i Shaeves 2001). Ruchliwość plemnik w wodach słonych trwa znacznie dłużej i waha się od 50 sek. do 24 godz. (Hogan i Nicholson 1987; Lahnsteiner i Patzner 1998; 1999; Molony i Shaeves, 2001). Ponadto wartość stężenia jon wodorowych, pH < 7 skutkuje mniejszą ruchliwością plemnik, a przy pH = 4,0 wywołuje zanik ich ruchu w wodach słodkich (Vladić i Järvi 1997). Potwierdza to przykład gatunku Lepidogalaxias salamandroides z rzędu Osmeriformes, żyjącego w wodach o odczynie kwaśnym (pH < 4), u ktego jedną z powstałych adaptacji była inseminacja (Leung 1988). Także analiza pH wody podczas kolekcjonowania przez Burnsa (dane nieopublikowane) wielu gatunk ryb kąsaczowatych (Characidae) z podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae wykazywały niskie wartości pH (czasem poniżej czułości urządzenia pomiarowego). Może to sugerować, że czas ruchu plemnik w takich warunkach jest bardzo krki, co może całkowicie eliminować możliwość zetknięcia się gamet, a wobec tego jedyną szansą umożliwiającą rozr może być konieczność bezpośredniego przekazania plemnik do dr rodnych samic. Elofsson et al. (2006) wykazali, że czas przeżywania plemnik u Gasterosteus aculeatus (Gasterosteidae), gatunku z zapłodnieniem zewnętrznym, znacznie się wy-dłuża w obecności płynu jajnikowego. Także Lahnsteiner i Patzner (2007) przetrzymując plemniki Alcichthys alcicornis w płynie jajnikowym, wykazali ich żywotność wydłużoną aż do 14 dni. Tak więc sekrecja jajnik niewątpliwie skutecznie przyczynia się do wydłużenia żywotności plemnik i zachowania zdolności do zapłodnienia. Potwierdzają to hodowle izolowanych samic Corynopoma riisei (Kutaygill 1959) i Mimagoniates barberi (Pecio i Rafiński; dane nieopublikowane), kte po 10 miesiącach od ostatniego kontaktu z samcami nadal składały zapłodnione jaja. Obserwacje te mogą nasuwać przypuszczenie, że inseminacja i przetrzymywanie plemnik zdolnych do zapłodnienia jest jedyną szansą rozrodu w siedliskach o znacznie odmiennych parametrach fizykochemicznych i biologicznych od tych, kte istnieją wewnątrz organizmu. Na pojawienie się inseminacji niewątpliwie wpływ miały nie tylko czynniki śro-dowiskowe bezpośrednio wpływające na przeżywanie gamet, ale także czynniki wynikające z zasiedlania nowych siedlisk o minimalnej objętości, wobec ktych dob naturalny wywierał nacisk selekcyjny na zmniejszanie rozmiar ciała (Weitzman i Vari 1988). Ryby kostnoszkieletowe rosnąc przez cały okres życia osobniczego, wykazują pozytywną korelację między rozmiarami ciała a rozmiarami gonad, czyli osobniki starsze posiadając większe gonady, tym samym wytwarzają większą liczbę gamet i są też płodniejsze (Bieniarz i Epler 1991). Tak więc gatunki ryb o małych rozmiarach (około 10 mm, czyli zminiaturyzowane) posiadają niewielkie gonady i wytwarzają znacznie mniejszą liczbę gamet, a w szczegności jaj. Wydaje się, że w takich przypadkach dob naturalny popierał każdą strategię optymalizującą sukces rozrodczy, poczynając od etapu inicjującego rozw zarodkowy, czyli zwiększenia skuteczności zapłodnienia jaj, poprzez inseminację samic. Bezpośrednie przekazanie plemnik do organizmu samicy spowodowało ich wnikanie do jajnik, a następnie do kanału mikropylarnego oocyt, gdzie są chwilowo przetrzymywane lub też następuje zapłodnienie. W ten spos inseminacja zwiększa prawdopodobieństwo zetknięcia się gamet, gdyż znacznie zmniejsza się odległości między plemnikami i jajami oraz zwiększa się stężenie gamet w pornaniu z warunkami istniejącymi przy zapłodnieniu zewnętrznym, kiedy to wiele gamet ulegając rozproszeniu nie ma szans na zetknięcie się i zapłodnienie (Parker 1970). Dzięki inseminacji niemal każdy oocyt ma szanse na zapłodnienie i samice mogą obniżyć nakład energii w rozr, tworząc mniejszą liczbę jaj i/lub zwiększyć ich wielkość, co skutkuje obniżoną płodnością (fecundity). Potwierdzenie takich założeń wykazano, analizując płodność w obrębie rodziny Characidae u blisko spokrewnionych z sobą gatunk, ale wykazujących odmienną biologię rozrodu, a mianowicie u Ser-rapinnis calliurus o zapłodnieniu zewnętrznym oraz jajorodnego gatunku Diapoma speculiferum, u ktego występuje inseminacja (Azevedo et al. 2000). Inseminacja i przetrzymywanie zdolnych do zapłodnienia plemnik w ciele samicy umożliwia także czasowe i przestrzenne rozdzielenie procesu kojarzenia się par od procesu składania jaj. Jest to niezwykle korzystne w środowiskach o du-żej zmienności warunk sezonowych, np. kiedy łączenie się w pary jest niezwykle łatwe w okresie suchym przy niskim poziomie wody, a składanie jaj w okresie deszczowym przy wysokim poziomie wody oraz obfi tości pokarmu i kryjek dla potomstwa (Pusey i Stewart 1989; Burns et al. 1997). Inseminacja, a następnie przechowywanie plemnik zdolnych do zapłodnienia przez dłuższy czas, jest korzystna rnież w sytuacji, kiedy miejsce i czas, w ktych następuje kojarzenie się w pary, są rozbieżne od tych, kte są korzystne dla składania jaj ze względu na dostępność chociażby pokarmu dla narybku. Na przykład u niektych gatunk z inseminacją z podrodziny Glandulocaudinae (Diapoma sp., Mimagoniates microlepis, Psudocorynopoma doriae) wykazano obecność plemnik w jajnikach zawierających prewitellogeniczne oocyty (Azevedo et al. 2000; Burns i Weitzman 2005). U Cymatoga-ster agregata samica przetrzymuje plemniki zachowujące zdolność do zapłodnienia przez co najmniej 6 miesięcy, gdyż owulowane oocyty pojawiają się znacznie pźniej w sezonie rozrodczym niż dojrzałe plemniki i jedynie taka strategia umożliwia sukces rozrodczy (Gardiner 1978). Podobne zjawisko zaobserwowano także u gatunk z rodzin Aphyonidae i Bythidae (Ophidiiformes), u ktych znajdywano spermatofory w jajnikach juwenilnych samic (Nielsen 1984). Przechowywanie plemnik umożliwia także wielokrotne zaplemnianie samic przez rżne samce, powodując, że plemniki konkurują między sobą (sperm com-petition), a potomstwo nawet w jednym miocie pochodzi od wielu samc, jak np. u przedstawicieli piękniczkowatych (Constantz 1984), Embiotocidae (Darling et al. 1980) czy u skorpen (Munehara et al. 1990). 1.5. INSEMINACJA A SPOSÓB ZAPŁODNIENIA U WSPÓŁCZEŚNIE ŻYJĄCYCH GATUNKÓW RYB KOSTNOSZKIELETOWYCH Dane o inseminacji wśr obecnie żyjących ryb kostnoszkieletowych dotyczą przedstawicieli 27 rodzin z 10 rzęd (tab. 1) (Javonillo et al. 2009). Jednak nie wszystkie doniesienia o inseminacji poparte są szczegłowymi badaniami biologii rozrodu. Wiele doniesień domniemywa inseminację w oparciu o spełnienie jednego z poniżej wymienionych warunk: • składanie przez izolowane od samc samice jaj, z ktych rozwijały się zarodki, • obecność rozwijających się zarodk wewnątrz jajnik, • żyworodność, • obecność plemnik w jajnikach, • obecność u samc narząd umożliwiających przekazywanie plemnik (ang. intromittent organs), • wyraźnie wyodrębnione cechy dymorfi zmu płciowego, • wytwarzanie plemnik o wydłużonych głkach i/lub złożonej budowie, • tworzenie pakiet plemnik w gonadach męskich. Pierwsze trzy warunki w spos defi nitywny przesądzały o zapłodnieniu wewnętrznym, z tego też powodu inseminacja stała się w literaturze przedmiotu synonimem za-płodnienia wewnętrznego (Pecio i Rafiński 1994; Meisner 2005). Niewłaściwe uży-wanie terminu inseminacja jako synonimu zapłodnienia wewnętrznego wykazały dopiero badania prowadzone na jajorodnych gatunkach skorpenokształtnych (Scorpaeniformes) z rodziny Hemitripteridae (Blepsias cirrhosus) i Cottidae (Pseudoblennius cottoides, Alcichthys alcicornis), kte dowiodły, że po inseminacji plemniki jedynie wnikają do kanału mikropylarnego oocyt, ale w jajnikach nigdy nie dochodzi do zapłodnienia (Munehara et al. 1989; 1991; Koya et al. 1993; 2002). Proces fuzji gamet u tych gatunk jest stymulowany szokiem osmolarnym środowiska zewnętrznego i zachodzi wczas, gdy jaja znajdą się w wodzie morskiej. Tak więc do zapłodnienia dochodzi dopiero w środowisku zewnętrznym, a zjawisko w ktrym plemniki przetrzymywane są w kanale mikropylarnym oocytu, zostało określone jako wewnętrzna asocjacja gamet (internal gamete association). Zjawisko to nie jest cechą wyłącznie ryb skorpenowatych. Ostatnio doniesiono o inseminacji i zapłodnieniu zewnętrznym u gatunku Aulichthys japonicus (Aulorhynchiidae) z rzędu ciernikokształtnych (Gasterosteiformes) (Jamieson 2009). W odniesieniu do gatunk jajorodnych, dla ktych brak precyzyjnych informacji określających czas i miejsce zapłodnienia, bardziej właściwym terminem jest określenie „gatunki z inseminacją” niż gatunki z zapłodnieniem wewnętrznym. Obecnie dotyczy to wielu gatunk np. z rodziny Cottidae z rzędu skorpenokształtnych (Scorpaeniformes), z rodzin Auchenipteridae, Scoloplacidae i Astroblepidae z rzędu sumokształtnych (Siluriformes) oraz wielu gatunk kąsaczowatych (Characidae) należących do szczepu Compsurini z podrodziny Cheirodontinae, do podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae oraz kilku gatunk, dla ktych nie ma ustalonej pozycji taksonomicznej określanych jako species incertae sedis (Burns i Weitzman 2005; Weitzman et al. 2005; Javonillo et al. 2009). 1.6. INSEMINACJA – WSTĘPNY ETAP W EWOLUCJI ŻYWORODNOŚCI Inseminacja jest najważniejszym epizodem w biologii rozrodu. Bez niej nigdy nie powstałaby żyworodność. W pierwszym etapie inseminacja doprowadziła do znacznego zbliżenia się gamet obu płci (wewnętrzna asocjacja gamet), a potem do zmiany Ryc. 4. Schemat wydarzeń w ewolucji rozrodu po pojawieniu się inseminacji sposobu zapłodnienia z zewnętrznego na wewnętrzny (ryc. 4). Nie wiemy, czy za-płodnienie wewnętrzne poprzedzała wewnętrzna asocjacja gamet, czy też następowa-ły rnolegle modyfi kacje układ rozrodczych obu płci, umożliwiające skuteczne przekazanie plemnik i wydłużenie okresu, w ktym zachowują one zdolność do zapłodnienia. Zapewne te procesy przebiegały odmiennie w rżnych grupach ryb kostnoszkieletowych tym bardziej że warunki zapłodnienia są niesłychanie zrżnicowane (ryc. 5). Z tego też powodu wśr ryb kostnoszkieletowych plemniki musiały ewoluować w odpowiedzi na warunki, jakim muszą sprostać przed zapłodnieniem, tym bardziej że często w znaczny spos odbiegają od powszechnego schematu charakterystycznego dla większości kręgowc, u ktych zapłodnienie wewnętrzne zachodzi zawsze po owulacji. U przedstawicieli rodziny Goodeidae plemniki docierają do jaj przed owulacją, a więc przenikają między komkami folikularnymi, a do owulacji dochodzi dopiero po zapłodnieniu, podczas gdy u przedstawicieli z rodziny piękniczkowatych (Poeciliidae) i czworook (Anablepidae) po zapłodnieniu komki folikularne wytwarzają między sobą połączenia ścisłe, tworząc łożysko pęcherzykowe, a do owulacji dochodzi tuż przed porodem (ryc. 5) (Wourms et al. 1988). Legenda: O – owulacja, uwalnianie oocyt z pęcherzyka Graffa Z – zapłodnienie, fuzja gamet, powstanie zygoty inicjującej rozw zarodkowy – zapłodnienie, zewnętrzne Z1 – wewnetrzna asocjacja gamet Z2 – zapłodnienie wewnętrzne Z3 W – wylęganie, uwalnianie zarodka z osłonek jajowych S/P – S dla gatunk jajorodnych, co oznacza składanie jaj niezapłodnionych lub zapłodnionych P dla gatunk żyworodnych, co oznacza por, czyli uwalnianie zarodka z organizmu samicy, fizjologicznych w rozwoju zarodka Ryc. 5. Sekwencja proces fizjologicznych w rozwoju zarodka na przykładzie jajorodnych i żyworodnych gatunk ryb kostnoszkieletowych Pojawienie się w ewolucji zapłodnienia wewnętrznego umożliwiało składanie jaj zapłodnionych, a ściślej określając – składanie zygot (zygoparity) lub ich przetrzymywanie, a następnie składanie jaj zawierających zarodki w rżnych stadiach embriogenezy (embrioparity). W następnych etapach dzięki modyfikacjom w układzie rozrodczym samic mogła pojawić się tendencja do przetrzymywania zapłodnionych jaj aż do momentu opuszczania przez nie osłonek jajowych, po czym zaraz następował por (jajożyworodność, żyworodność fakultatywna). Kolejne modyfi -kacje w układzie rozrodczym samic doprowadziły do przetrzymywania zarodk w jajnikach (żyworodność obligatoryjna), kte podczas dalszego rozwoju czerpa-ły substancje odżywcze z nagromadzonego w oocytach żłtka (żyworodność lecytotroficzna) lub pojawiła się zdolność samic do tworzenia substancji odżywczych (żyworodność matrotroficzna), kte umożliwiały dalszy rozw zarodk po wyczerpaniu się zapas żłtka (ryc. 4) (Hoar 1969; Amoroso 1960; Hogart 1976; Wo-urms 1981; Pecio 2003). Większość obecnie żyjących ryb kostnoszkieletowych z inseminacją jest żywo-rodna (Wourms i Lombardi 1992). Żyworodność wśr ryb kostnoszkieletowych jest strategią raczej rzadką, bo dotyczy tylko około 3%, tj. około 500 wszystkich obecnie żyjących gatunk, a przeważająca ich część należy do rzęd Atheriniformes, Belo-niformes i Cyprinodontiformes z grupy Atherinomorpha (Wourms 1981). Wszystkie modyfikacje w układzie rozrodczym samic w relacji do rozwijających się zarodk są wyjątkowe i nie znajdują odpowiednik w strukturach pozostałych żyworodnych kręgowc. Wobec braku jajowod u ryb kostnoszkieletowych modyfi kacje związane są wyłącznie z gonadą. Zmodyfi kowane jajniki żyworodnych ryb kostnoszkieletowych są zazwyczaj narządem nieparzystym, posiadającym jamę z wnętrzem wyściełanym nabłonkiem rozrodczym, do ktej uwalniane są owulowane oocyty (owulacja wewnętrzna). Jest to zupełnie odmienna sytuacja niż u wszystkich pozo-stałych kręgowc, gdzie nabłonek rozrodczy występuje od strony zewnętrznej gonady, a owulowane oocyty wyrzucane są na zewnątrz jajnika do jamy ciała (owulacja zewnętrzna), skąd wychwytywane są przez lejki jajowod (Uribe et al. 2005). Żyworodność ewoluowała na poziomie rodzaj (np. Poeciliopsis w rodzinie Poeciliidae) i adaptacje związane z szeroko pojętymi zależnościami między organizmem samicy i zarodk następujące po zapłodnieniu wewnętrznym wykazują zrżnicowanie między gatunkami tego samego rodzaju (Reznick et al. 2002; Turcotte et al. 2008). O ile istnieje wiele prac dokumentujących adaptacje związane z interakcjami między organizmem samicy a zarodka, to niewiele doniesień dotyczy modyfikacji w układzie rozrodczym samc związanych z procesem inseminacji (Meisner 2005). Nie ma odniesień do zagadnień, kte odpowiedziałyby na pytanie, czy istnieje korelacja między stopniem zaawansowania modyfi kacji związanych z inseminacją u samc a modyfikacjami w układzie rozrodczym samic jajorodnych (oviparity) i żyworodnych. Jest to zagadnienie o tyle interesujące, że modyfi kacje związane z inseminacją występujące wśr ryb kostnoszkieletowych nie znajdują żadnych homologii w innych grupach kręgowc charakteryzujących się inseminacją takich jak ryby chrzęstnoszkieletowe, ryby trzonopłetwe, płazy beznogie, większość płaz ogoniastych, nieliczne płazy bezogonowe oraz u wszystkich owodniowc. 1.7. MODYFIKACJE UKŁADU ROZRODCZEGO I PŁETW SAMCÓW RYB KOSTNOSZKIELETOWYCH UŁATWIAJĄCE PRZEKAZYWANIE GAMET Niezależne pojawienie się inseminacji u ryb kostnoszkieletowych w 27 rodzinach, w ktych często ewoluowała ona wielokrotnie, doprowadziło do powstania rżnorodnych adaptacji behawioralnych, morfologicznych i fizjologicznych u obu płci związanych z przekazywaniem plemnik (Grier 1981; Meisner 2005; Burns i Weitzman 2005; Javonillo et al. 2009). Przekazanie plemnik poprzedzone jest skomplikowanymi zachowaniami godowymi, umożliwiającymi bezpośredni kontakt samca i samicy, co często wiąże się z powstawaniem trzeciorzędowych, wyraźnie zmienionych cech płciowych, takich jak barwy, struktury wabiące samicę (np. w postaci wyrostk ze zmodyfi kowanych łusek u Corynopoma riisei, Pterobrycon landoni) czy gruczoły skne na płetwie ogonowej wytwarzające feromony u przedstawicieli Glandulocaudinae (Nelson 1964; Weitzman i Fink 1985; Burns i Weitzman 1996). Sama inseminacja jest zazwyczaj procesem krkotrwałym, a dob naturalny preferował wykształcenie narząd zapewniających skuteczny efekt transferu plemnik. Narządy te określane wspną nazwą jako wprowadzające (intromittent organ) są modyfi kacjami płetw odbytowych, piersiowych, brzusznych i/lub brodawki płciowej wspłdzialającymi z opowiednio zmienionymi elementami szkieletu i mięśni (Greven 2005). W zależności od typu modyfikacji i taksonu spotykane są rżne nazwy narząd wprowadzających, a najczęstsze określenia to: • gonopodium, odnoszące się do przekształcenia płetwy odbytowej (np. u przedstawicieli rodzin: Poeciliidae, Anablepidae, Jenynsidae z rzędu Cyprinodontiformes) (Burns 1991; Greven 2005), • priapium jako modyfikacja brodawki płciowej oraz element szkieletowych płetw brzusznej i płetw piersiowej, kty występuje u wszystkich przedstawicieli Phallostethidae, zasiedlających wody Indonezji, Filipin i Tajlandii (Parenti 1981, 1989), • pseudopenis, modyfikacja brodawki płciowej i/lub płetwy odbytowej u przedstawicieli Auchenipteridae (von Ihering 1937), • andropodium, będące modyfi kacją płetwy odbytowej u Hemiramphidae (Brem bach 1976), • wydłużona brodawka płciowa, np. Labidesthes sicculus (Grier et al. 1990). Wyżej wymienione struktury nie pełnią roli narządu kopulacyjnego, gdyż ich głną funkcją jest skierowanie strumienia nasienia w kierunku gonoporu samicy. Niemniej jednak występują też gatunki, u ktych narząd ten jest kombinacją wyżej wymienionych struktur lub nie występuje żadna z wymienionych modyfi kacji (Meisner 2005). Przekazanie plemnik u ryb kostnoszkieletowych odbywa się w trakcie krkotrwałego kontaktu, podczas ktego dochodzi do zetknięcia się narząd płciowych. Aby zapewnić skuteczną inseminację i zminimalizować ewentualne straty nasienia, samce większości gatunk tworzą pakiety plemnik istotnie zwiększających liczbę przekazywanych gamet poprzez zwiększenie ich gęstości w trakcie transportu (Ginzburg 1968). Pakiety plemnik charakteryzują się rżnorodną organizacją plemnik i zwane są spermatozeugmami, a jeśli dodatkowo zawierają mukopolisacharydową otoczkę – noszą nazwę spermatofor (Grier 1981). Niezależnie od tego, czy pakiety plemnik są spermatoforami, czy spermatozeugmami, mogą być tworzone w dwojaki spos: w cystach pod koniec procesu spermiognezy lub wskutek łączenia się wolnych plemnik w świetle przewod wyprowadzających jądra. Nie wszystkie gatunki ryb kostnoszkieletowych charakteryzujących się inseminacją tworzą pakiety plemnik, ale prawie wszystkie posiadają plemniki zawierające wydłużone jądro, przez co wydłużona jest rnież głka plemnika (Jamie-son 1991; Burns i Weitzman 2005). Taki kształt związany jest z optymalizacją nawet pasywnego ruchu w lepkiej cieczy oraz ułatwia agregacje plemnik, gdyż mają one tendencję do układania się długą osią zgodnie z kierunkiem przemieszczania, co powoduje tworzenie się zwartego strumienia wzajemnie przylegających komek (fl owing patterns). To z kolei zwiększa efektywność ruchu, głnie dlatego, że ruch jest ukierunkowany przez wydłużone komki (Purcell 1977). Przy przekazywaniu gamet do otworu płciowego (gonoporu) samicy płyn nasienny charakteryzuje się dużą gęstością i lepkością, co powoduje, że tylko nieznaczna liczba plemnik dostaje się do środowiska zewnętrznego. Niewątpliwą korzyścią wynikającą z wy-dłużenia głek plemnik jest zwiększenie prawdopodobieństwa przekazania jak największej liczby plemnik do dr rodnych samicy (Burns i Weitzman 2005; Javonillo et al. 2009). Inną, bardziej zaawansowaną modyfi kacją oprz wydłużenia głki plemnika, a zasadniczo jego jądra, jest znaczne jego spłaszczenie. Powoduje to zwiększenie powierzchni kontaktu sąsiadujących plemnik, dzięki czemu mogą do siebie ściślej przylegać, grupując w danej objętości większą liczbę gamet. Spłaszczenie głek plemnik jest zasadniczo typowe dla gatunk, ktych plemniki tworzą pakiety, w ktych istotną rolę w utrzymaniu kształtu odgrywa wzajemny kontakt plemnik na dużej powierzchni, a mniejszą substancja spajająca. Spłaszczenie jądra obserwowane jest m.in. u Mimagoniates barberi, gdzie ścisłe przyleganie błon komkowych głek plemnik obserwuje się na całej długości powierzchni stycznej, niezależnie od typu zeugmy (Pecio i Rafiński 2001). Kolejną modyfi kacją plemnik ryb kostnoszkieletowych związaną z inseminacją jest zwiększenie objętości wstawki przez wzrost liczby mitochondri, generujących na drodze fosforylacji oksydacyjnej energię związaną z przeżywalnością i ruchem plemnik (Fawcett 1970; Lahnsteiner i Patzner 1998; Vladić et al. 2002). U gatunk z inseminacją wstawka jest bardziej wydłużona w stosunku do wstawki plemnik spokrewnionych gatunk wykazujących zapłodnienie zewnętrzne (np. Corynopoma riisei versus Hemigrammus erythrozonus lub Macropsobrycon uruguayanae versus Serrappinis kriegi) (Burns i Weitzman 2005; Pecio et al. 2007). Wydłużenie wstawki wiąże się ze zwiększeniem objętości pojedynczych mitochondri, zwiększeniem ich liczby, a także zwiększeniem powierzchni grzebieni wewnątrzmitochondrialnych. Wszystkie te modyfikacje znacznie zwiększają ilość energii, kta może być wykorzystana na prze-dłużenie okresu przeżywalności plemnik w jajnikach, jak rnież do generowania ruchu plemnik, powiązanego z dezintegracją pakiet oraz przemieszczaniem się wolnych plemnik w obrębie jajnika. Nie jest też wykluczone, że podczas kilkumiesięcznego okresu przetrzymywania plemnik w jajniku Cymatogaster agregata plemniki korzystają z energii uwalnianej w procesie glikolizy z cukr nagromadzonych w jajniku (Gardiner 1978). Dodatkową energię plemniki niektych gatunk mogą wykorzystywać z glikolizy glikogenu, obecnego w cytoplazmie wstawki w postaci ziaren. Obecność dużych ilości glikogenu zaobserwowano w rejonie wstawki plemnik zgrupowanych w pakiety u T. lucenai, kte dawały silnie PAS-pozytywną reakcję widoczną nawet w mikroskopie świetlnym (Burns et al. 2002). Stosunkowo częstą cechą plemnik ryb z inseminacją jest obecność dodatkowych mikrotubul (oprz mikrotubul szkieletu aksonemalnego witki), występujących najczęściej w postaci szeregu zlokalizowanego pod błoną komkową. Mogą one występować częściowo wokł jądra komkowego, a także przedłużać się w kierunku rejonu mitochondrialnego zlokalizowanego na przedłużeniu jądra, jak np. w plemnikach T. lucenai (Auchenipteridae). Mogą także występować po jednej stronie jądra komkowego do końca bieguna mitochondrialnego w plemnikach rodzaju Mimagoniates (Pecio i Rafiński 1994; Burns et al. 2002). Mikrotubule tworzące szereg tuż pod błoną komkową mogą usztywniać wydłużoną głkę plemnika w trakcie ruchu, kty u gatunk tworzących zeugmy związany jest zarno z ruchem postępo-wym tak zeugm, jak i pojedynczych plemnik, przemieszczając się w jamie jajnika, wypełnionego płynem o wysokiej lepkości, między oocytami lub między fałdami na-błonka wyściełającego jamę jajnika. Ponadto proces dezintegracji zeugm związany jest u niektych gatunk (np. u Mimagoniates barberi) z innym ruchem plemnika, w ktego trakcie amplituda wygięć między przednim a tylnym biegunem plemnika odczepiającego się od zeugmy może sięgać nawet wartości ⅓ długości głki plemnika (Pecio, obserwacje własne). Dodatkową funkcją mikrotubul rozciągających się od bieguna centriolarnego do końca bieguna mitochondrialnego może być ochrona mitochondri przed uszkodzeniem podczas intensywnych wygięć głki plemnika (Pecio 1996). Mikrotubule mogą też występować w peryferyjnym obszarze witki czyli koncentrycznie wokł typowego szkieletu witki, jak np. u Macropsobrycon uruguayanae (Oliveira et al. 2008). Modyfi kacją obserwowaną w plemnikach gatunk praktykujących inseminacje jest obecność materiału elektronowo gęstego wewnątrz mikrotubuli A każdej pary aksonemy (u niektych gatunk Glandulocaudinae) lub niektych par (u Poeci- liidae), kty wzmacnia szkielet witki (Javonillo et al. 2009). Kształtowanie się ostatecznych cech plemnika przebiega w trakcie procesu spermiogenezy i ma charakter gatunkowo specyficzny, niemniej jednak dla przedstawicieli wielu rodzin spermiogeneza przebiega wg określonego wzorca (Baccetti et al. 1984). U gatunk z inseminacją proces ten ma odmienny przebieg, w związku z przystosowaniami do innych warunk poprzedzających zapłodnienie, niż u blisko spokrewnionych gatunk o zapłodnieniu zewnętrznym. Kolejne modyfi kacje obserwowane u ryb kostnoszkleletowych z inseminacją to modyfi kacje końcowego etapu spermiogenezy związane z formowaniem się w cystach pakiet plemnik (Grier 1984). Tworzenie pakiet plemnik u ryb kostnoszkieletowych przebiega zawsze w jądrze, co znajduje odzwierciedlenie w morfologicznych modyfikacjach jego struktury (Grier 1981; Burns i Weitzman 2005). Najczęściej dotyczą one funkcjonalnego podziału gonady na część spermatogeniczną i aspermatogeniczną. Część spermatogeniczna zawiera cysty z izogenicznymi grupami komek w rżnych stadiach spermatogenezy i służy generowaniu gamet. Część aspermatogeniczna jest wydzieloną przestrzenią, w ktej magazynowane są plemniki i/lub pakiety plemnik w zależności od sposobu ich tworzenia. Pełni ona najczęściej rolę rezerwuaru nasienia przeznaczonego do inseminacji (Grier i Collette 1987; Burns et al. 1995). Formowanie się pakiet plemnik może przebiegać w dwojaki spos: albo w trakcie spermiogenezy – w cystach, albo wskutek łączenia się wolnych plemnik w świetle przewod wyprowadzających. W pierwszym przypadku pźne spermatydy w obrębie cyst przed spermiacją tworzą specyfi czny układ dla danego taksonu (rodzaju, podrodziny lub rodziny). Na przykład u niektych przedstawicieli piękniczkowatych (Poeciliidae), takich jak Poecilia reticulata, P. latipinna, Tomeu-rus gracilis, czy czworook (Anablepidae), jak np. Anableps anableps z rzędu karpieńcokształtnych (Cypridonontiformes), głki plemnik skierowane są w stronę zewnętrznej strony cysty, gdzie ich szczyty otoczone są przez wypustki komek Ser-toliego, natomiast witki plemnik znajdują się w centrum cysty. Uwalniany pakiet plemnik ma kształt kulisty (Grier 1975a; Pecio et al. w druku). Podobny przebieg powstawania i organizację plemnik w zeugmach opisali Downing i Burns (1995) u Dermogenys pusillus z rodziny Hemiramphidae z rzędu Beloniformes, podczas gdy u przedstawicieli Goodeidae (rząd Cyprinodontiformes) układ plemnik w cyście jest odwrotny, wskutek czego utworzone zeugmy o kształcie kulistym posiadają powierzchnię pokrytą witkami, a głki plemnik znajdują się w centrum zeugmy (Grier et al. 1978). Spermatozeugmy tworzone pod koniec spermiogenezy u przedstawicieli Auchenipteridae (rząd Siluriformes), np. Trachelyopterus lucenai, a także u niektych kąsaczowatych należących do podrodziny Glandulocaudinae, wykazują biegunowy układ plemnik zarno pod koniec spermiogenezy, jak i w organizacji w zeugmach. Przedni biegun zeugm utworzony jest przez ściśle przylegające wydłużone głki plemnik, podczas gdy witki tworzą biegun tylny (Burns et al. 1995, 2002; Pecio et al. 2005). Rnież spermatofory mogą być tworzone pod koniec spermiogenezy, jak np. u Horaichthys setnai (Adrianichthyidae), u ktego opisano jedyny przypadek tworzenia spermatofor przy udziale sekrecji komek Ser-toliego otaczających pakiet plemnik (Grier 1984). W drugim przypadku spermatozegmy/spermatofory powstają najczęściej w wydzielonej części parzystej gonady, nie zawierającej cyst, czyli tzw. części aspermatogenicznej, w ktej komki nabłonkowe (komki Sertolego) wytwarzają rżne sekrecje, umożliwiające łączenie się plemnik w pakiety (Pecio et al. 2001; Grier i Collette 1987). Taki przebieg tworzenia się wydłużonych pakiet plemnik o zrżnicowanej długości zlepianych PAS-pozytywnym materiałem, obserwowanym między plemnikami albo na ich powierzchni, w przypadku spermatofor występuje u przedstawicieli rodzaju Zenarchopterus (Hemiramphidae) (Grier i Collette 1987). 2. MATERIAŁ I METODY 2.1. GLANDULOCAUDINAE I STEVARDIINAE – HISTORIA BADAŃ Pierwszego wyrżnienia podrodziny Glandulocaudinae w obrębie rodziny ryb kąsaczowatych (Characidae) dokonał Eigenman (1914 rok), jednak wiele gatunk włączonych pźniej do podrodziny zostało opisanych już pod koniec XIX wieku oraz w pierwszych latach XX wieku (Regan 1907). Nazwa Glandulocaudinae odnosiła się do grupy gatunk posiadających wyraźne cechy dymorfi zmu płciowego związane-go z wykształceniem na płetwie ogonowej samc gruczołu pokrytego zmienionymi łuskami, funkcjonującego jako pompa feromonalna wabiąca samice podczas zalot (Eigenmann 1914). W pierwszej połowie XX wieku wiele gatunk trafiło z Rio de Janerio i Porto Alegre do Europy (np. Pseudocorynopoma doriae w 1905 roku; Mimagoniates lateralis, rozpoznany rok pźniej jako M. barberi; M. microle-pis w 1907 roku; Tyttocharax cochui w 1949 roku) i do Stan Zjednoczonych (Gephyrocharax atricaudata w 1932 roku; Corynopoma riisei w 1933 roku; Pseudo-corynopoma heterandria w 1935 roku;), stając się popularnymi gatunkami akwarystycznymi. Doniesienia akwaryst na temat hodowli i sposob rozrodu, w ktym izolowane od samc samice składały jaja, z ktych rozwijały się zarodki, przyczyniły się do wskazania przez Bredera i Rosena (1966) inseminacji wśr przedstawicieli podrodziny Glandulocaudinae jako specyficznej cechy rozrodu. Ten wyjątkowy wśr kąsaczowatych spos rozrodu został potwierdzony przez Kate Nelson (1964), kta na podstawie badań nad zachowaniami godowymi związanymi z inseminacją kilku gatunk zasugerowała monofiletyczne pochodzenie Glan-dulocaudinae. Zostało ono podtrzymane na podstawie pźniejszych badań morfologicznych, wg ktych wyrżniono najpierw cztery szczepy (Weitzman i Fink 1985), a następnie wraz z opisami nowych gatunk i analizami dodatkowych cech siedem szczep: Landonini, Glandulocaudini, Diapomoni, Phenacobryconni, Hysteronoti-ni, Corynopomini, Xenurobryconini (Weitzman i Menezes 1998). Badania Pecio i Rafińskiego (1994) oraz Burnsa et al. (1995), obejmujące 32 gatunki z 18 rodzaj wliczane do Glandulocaudinae, wykazały następujące cechy synapomorfi czne związane z histologiczną budową gonad: inseminacja potwierdzona obecnością plemnik w jajnikach, przekształcenie doogonowej części jądra (sensu testis) w narząd przechowujący plemniki i/lub pakiety plemnik oraz obecność wydłużonych głek plemnik w zakresie od 3,59 μm u Diapoma terofali do 31,6 μm u Pseudocorynopoma doriae. Dalsze badania w obrębie ryb kąsaczowatych, a szczegnie odkrywanie i opisywanie przez taksonom nowych gatunk (rodzaj) wykazały, że w tej grupie pojawiają się także gatunki z inseminacją, ale posiadają one tylko niekte z wyżej wymienionych synapomorfi i (Weitzman et al. 2005; Javonillo et al. 2007). Ze względu na brak niektych cech nie określono ich pokrewieństw względem żadnego szczepu podrodziny Glandulocaudinae, lecz utworzono dla nich grupę gatunk, tzw. incertae sedis. Jednym z takich gatunk był Bryconadenos tanaothoros, kty przyczynił się do kolejnej rewizji taksonomicznej w obrębie podrodziny Glandulocaudinae, a powodem stały się wyniki analiz histochemicznych tkanki gruczołowej na płetwie ogonowej samc. Wykazały one, że komki gruczołu ogonowego B. tanaothoros nie są zmodyfi kowanymi gruczołami śluzowymi, jak to opisali Atkins i Fink (1985) u Corynopoma riise, uznając je za cechę typową dla całej podrodziny, lecz wywodzą się z gruczoł surowiczych. Po zanalizowaniu tkanki gruczołowej u przedstawicieli poszczegnych rodzaj podrodzinę Glandulocaudinae rozdzielono na dwie podrodziny (Weitzman et al. 2005). Dla jednej z nich pozostawiono nazwę Glandulocaudinae i włączono do niej rodzaje dawnego szczepu Glandulocaudini (Glandulo-cauda, Mimagoniates) oraz nowo opisany gatunek Lophiobrycon weitzmani (Castro et al. 2003). Wszystkie te gatunki posiadały w tkance gruczołowej płetwy ogonowej zmodyfikowane komki surowicze. Drugą podrodzinę, w ktej tkanka gruczołowa zawiera wyłącznie zmodyfi kowane gruczoły śluzowe, wyrżniono jako Stevardiinae i umieszczono w niej wszystkie pozostałe szczepy: Landonini (Landonia), Diapomini (Diapoma, Acrobrycon, Planaltina), Phenacobryconini (Phenacobrycon), Hysteronotini (Hysteronotus, Pseudocorynopoma), Corynopomini (Gephyrocharax, Corynopoma, Pterobrycon) i Xenurobryconini (Chrysobrycon, Argopleura, Ptychocharax, Iotabrycon, Tyttocharax, Scopaeocharax) (ryc. 6). Obecnie do obu podrodzin zalicza się 60 gatunk należących do 20 rodzaj występujących w rzekach od Kostaryki do Ekwadoru tworzących dopływy Pacyfi ku oraz w dopływach uchodzących do Atlantyku we wszystkich krajach Ameryki Połu-dniowej od Brazylii do obszar płnocnej Argentyny. Niekte gatunki występują w rzekach o ciemnej barwie i kwaśnym odczynie, inne zasiedlają wody czyste i bardziej zasadowe, ale nigdy nie występują w wodach słonawych. W większości są niewielkimi rybami nie przekraczającymi 13 cm całkowitej długości; ich przeciętna długość waha się od 5–6 cm, a najmniejsze z nich osiągają zaledwie 11 mm (Weitzman i Vari1 1988). Gatunki podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae, a także gatunki należące do rodzaj Bryconamericus, oraz takie gatunki, jak Knodus sp., Creagrutus lepidus, C. melasma stanowiące tzw. grupę incertae sedis, połączono w klad A (Malabar-ba i Weitzman 2000; Weitzman et al. 2005). Calcagnotto et al. (2005) analizując sekwencję DNA jądrowego (TROP F, TROP R, sia/T3b, sia/T7 b, fkh/T3b, Fkh/T7 b, RAG2aFc, RAG2bFc, RAG2bRc) oraz DNA mitochondrialnego (16S ar, 16S br, Cyt b L 14841, Cyt b H 15915) u 124 gatunk należących do rzędu Characiformes, potwierdziła, że sześć gatunk włączonych przez Weitzmana et al. (2005) do kladu A wykazuje najbliższe pokrewieństwo w obrębie rodziny Characidae. Ostatnia anaRyc. 6. Filogenetyczne relacje gatunk i szczep w obrębie podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae (wg Weitzman i Menezes 1998; zmienione) liza filogenezy oparta na 360 cechach osteologicznych 160 gatunk należących do rodziny Characidae, w tym 26 gatunk z kladu A, wykazała zaskakująco, że tworzą one jedną podrodzinę Stevardiinae (Mirande 2009). Nowe dane ujawniają wiele problematycznych kwestii dotyczących przynależności niektych rodzaj do kladu A. Na przykład opisany nowy gatunek – K. meri-da, u ktego w przeciwieństwie do wszystkich pozostałych gatunk rodzaju Knodus nie występuje inseminacja, oraz dwa gatunki z rodzaju Creagrutus, u ktych występuje inseminacja w przeciwieństwie do wszystkich pozostałych gatunk tego rodzaju, wykazujących zapłodnienie zewnętrzne. Dodatkowe niejasności taksonomiczne odnoszą się do gatunk z rodzaj Brittanichthys i Hollandichthys niewłączonych do kladu A, u ktych występuje inseminacja (Weitzman et al. 2005; Javo-nillo et al. 2007). Z tego też powodu badania morfologiczne układu rozrodczego (gonad), jak i ultrastruktury gamet gatunk z kladu A oraz innych gatunk wykazujących adaptacje związane z inseminacją z rodziny Characidae łącznie z badaniami molekularnymi mogą w znaczny spos przyczynić się do wyjaśnienia fi logenetycznych pokrewieństw powiązanych z adaptacjami do inseminacji. Ponadto pozwolą one dodatkowo wyjaśnić czy inseminacja pojawiła się u wspnego przodka kladu A, czy też powstała niezależnie wśr jego przedstawicieli, tak jak np. transformacja rżnych typ komek gruczołowych tworzących tkankę gruczołową na płetwie ogonowej samc pokrytą zmodyfi kowanymi łuskami u przedstawicieli Glandulocaudinae i Stevardiinae. Wszystkie gatunki kladu A, gatunki rodzaj Brittanichthys i Hollandichthys oraz tworzące szczep Compsurini należący do podrodziny Cheirodontinae (Burns et al. 1997) są obecnie jedynymi znanymi przedstawicielami wśr ryb kąsaczowa-tych, u ktych inseminacja powiązana jest z jajorodnością. Może się okazaćże zrżnicowanie adaptacji w obrębie gatunk kladu A wykaże szerokie spektrum modyfikacji w układzie rozrodczym, od pierwotnych do zaawansowanych, być może zupełnie odmiennych niż u innych kostnoszkieletowych praktykujących inseminację. Nadal nie wiadomo, czy występuje u nich zapłodnienie wewnętrzne czy też wewnętrzna asocjacja gamet. Rozwiązanie tego problemu mogą określić jedynie badania, w ktych uśmiercenie samic nastąpi w momencie zapłodnienia i wykazania reakcji korowej zapobiegającej polispermii w oocytach. 2.2. METODY BADAŃ W MIKROSKOPIE ELEKTRONOWYM TRANSMISYJNYM I SKANINGOWYM Do badań wykorzystano gonady samc 9 gatunk z podrodziny Glandulocaudinae i 10 gatunk z podrodziny Stevardiinae. Gonady ryb zostały udostępnione dzięki uprzejmości: Smithsonian Institution, National Museum of Natural History Washington, DC, USA (oznaczone skrem USNM), Museu de Zoolgia da Universidade de Sao Paulo, Sao Paulo, Brazylia (MZUSP), Academy of Natural Sciences, Filadelfia, USA (ANSP), Museu de Ciências y Tecnologia, Pontifícia Universidade Catica do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, Brazylia (MCP), California Academy of Sciences, San Francisco, USA (CAS), a także z prywatnej hodowli akwarystycznej, dzięki prof. S.H. Weitzmanowi (PA-SHW). Przedstawiciele dwh gatunk: Mimagoniates barberi oraz Corynopoma riisei pochodzą z hodowli własnej Zakładu Anatomii Pornawczej (ZAP-UJ), zapoczątkowanej przez prof. dr. hab. J. Rafińskiego, kty sprowadził je od bezpośredniego importera Heiko Blehera. Gonady niektych gatunk ze względu na pierwotny spos utrwalenia w 10% formalinie nadawały się tylko do badań w mikroskopie świetlnym lub skaningowym (oznaczone przy gatunkach LM lub SEM). Gonady samc przeznaczone do badań w mikroskopie elektronowym transmisyjnym lub skaningowym (niektych gatunk) utrwalano w płynie Karnovskiego (Ito i Karnovsky 1968). Po odpłukaniu utrwalacza w buforze fosforanowym (pH = 7.2) fragmenty jąder (do TEM) lub jądra w całości (do SEM) utrwalono ponownie w 1% OsO4 . Materiał do badań w TEM odwadniano w alkoholu, przepajano w żywicy eponowej z tlenkiem propylenu i zatapiano w Eponie 812. Skrawki płcienkie, kte służyły do wstępnej analizy histologicznej, barwiono 1% roztworem błękitu metylenowego i Azuru II. Skrawki ultracienkie (około 90 nm grubości) kontrastowano w nasyconym wodnym roztworze octanu uranylu oraz cytrynianu ołowiu, a następnie analizowano w mikroskopie elektronowym transmisyjnym JEOL 100SX w Pracowni Mikroskopii Elektronowej UJ. Materiał do badań w SEM utrwalony w formalinie po odpłukaniu w zastosowanym wcześniej buforze utrwalono powtnie w 1% OsO4, a następnie odwadniano w acetonie tak jak i tkanki do TEM. Odwodnione tkanki suszono w aparacie LADD CPD i rozłamywano na małe fragmenty, kte po naklejeniu na holder napylano złotem. Obserwacje prowadzono pod napięciem 100 kV w Hitachi 4000s w Laboratorium Mikroskopii Skaningowej z Emisją Polową w Instytucie Nauk Geologicznych UJ. Pojedyncze jądra Glandulocauda melanogenys, Corynopoma riisei i Xenurobrycon polyancistrus utrwalone w 10% formalinie zatopiono w metakrylanie glikolu (GMA), a następnie skrawki płcienkie poddano potrnemu barwieniu wg modyfikacji Massona (Masson’s trichrom) (Kiernan 1990) lub stosowano reakcję kwasu nadjodowego z odczynnikiem Schiffa (PAS) na obecność wielocukr, a na-stępnie skrawki kontrastowano żłcią metanilową z hematoksyliną Weigerta (MY) (Quintero-Hunter et al. 1991). Wykaz gatunk ryb użytych do badań, ze skrami odnoszącymi się do ich pochodzenia, długości ciała mierzonej do nasady płetwy ogonowej (SL) oraz użytymi metodami badawczymi Podrodzina Glandulocaudinae: Glandulocauda melanogenys – MZUSP 35242; SL 39,5 mm; SEM Glandulocauda melanogenys – USNM 236415; SL 42,1 mm; LM Glandulocauda melanopleura – MZUSP 26892; SL 34,8 mm; SEM Mimagoniates barberi – ZAP-UJ; SL 30.0 – 38,0 mm, 8 os.; SEM, TEM, LM Mimagoniates inequalis – MCP 18468; SL 43,0 mm; SEM, TEM Mimagoniates lateralis – PA-SHW; SL 28,4 mm; SEM Mimagoniates lateralis – USNM 257202; SL 30,6 mm; SEM Mimagoniates microlepis – MCP 18485; SL 40,5 mm; TEM Mimagoniates microlepis – MCP 18484; SL 45,3 mm; SEM Mimagoniates rheocharis – MCP 18467; SL 48,2 mm; TEM, SEM Mimagoniates rheocharis – MZUSP 40279; SL 41,8 mm; SEM Mimagoniates sylvicola – USNM 276557; SL 27,3 mm; SEM Lophiobrycon weitzmani – MZUSP 83353; SL 25,7 mm; SEM Podrodzina Stevardiinae: Corynopoma riisei – USNM 219619; SL 43,0 mm; SEM Chrysobrycon hesperus – ANSP 75914; SL 60,9 mm; SEM Iotabrycon praecox – USNM 216802; SL 16,2 mm; LM Argopleura magdalensis – CAS 12 826; SL 45,9 mm; SEM Tyttocharax cochui – USNM 344456; SL 16,8 mm; SEM Tyttocharax cochui – USNM 344456; SL 15,6 mm; TEM Tyttocharax cochui – USNM 344456; SL 15,2 mm; SEM Tyttocharax tambopatensis – USNM 344434; SL 14,4 mm; TEM Tyttocharax tambopatensis – USNM 344433; SL 12,6 mm; TEM Tyttocharax tambopatensis – USNM 344433; SL 14,9 mm; SEM Scopaeocharax rhinodus – USNM 344457; P4-1-2; SL 31,7 mm Scopaeocharax rhinodus – USNM 344457; SL 27,4 mm; SEM Scopaeocharax sp. – USNM 344458; SL 18,3 mm; TEM Scopaeocharax sp. – USNM 344458; SL 17,6 mm; SEM Xenurobrycon macropus – USNM 317053; SL 14,8 mm; SEM Xenurobrycon polyancistrus – USNM 278191; SL 13,1 mm; LM 3. WYNIKI I DYSKUSJA 3.1. MODYFIKACJE W STRUKTURZE JĄDRA ZWIĄZANE Z INSEMINACJĄ PRZEDSTAWICIELI GLANDULOCAUDINAE I STEVARDIINAE Glandulocaudinae Jądra (testis) ryb kąsaczowatych, tak jak i pozostałych ryb z kladu Ostariophy-si, zgodnie z klasyfi kacją gonad opartą na ich morfologicznej budowie, należą do jąder typu kanalikowego, w ktym spermatogonia pierwotne ułożone są wzdłuż całej długości kanalik (unrestricted spermatogonial testis type) (Grier 1981; Parenti i Grier 2004). Jądra wszystkich przedstawicieli Glandulocaudinae sensu (Menezes i Weitzman 1998), w odrżnieniu od innych gatunk ryb kąsaczowatych, charakteryzujących się zapłodnieniem zewnętrznym, posiadają funkcjonalny podział na część spermatogeniczną i aspermatogeniczną (tabl. 1A). Po raz pierwszy podział ten został opisany na podstawie badań histologicznych u gatunku M. barberi (Pecio i Rafiński 1994) i potwierdzony u większości pozostałych przedstawicieli Glandulocaudinae (Burns et al. 1995). Część spermatogeniczna zlokalizowana dogłowowo funkcjonuje jako miejsce wytwarzania kolejnych generacji plemnik, natomiast głną funkcją części aspermatogenicznej, położonej doogonowo za środkowo zlokalizowanym przewężeniem jądra, jest przygotowanie i magazynowanie nasienia gotowego do inseminacji. Część spermatogeniczna zawiera kanaliki, w ktych występują spermatogonia umieszczone wzdłużścian kanalik, cysty utworzone przez komki Sertoliego otaczające komki płciowe w trakcie podział mitotycznych i mejotycznych oraz cysty ze spermatydami, natomiast w świetle występują wolne plemniki uwolnione z cyst (tabl. 1B). Taki sam stan występuje u wszystkich pozostałych przedstawicieli rodzaju Mimagoniates i rodzaju Glandulocauda oraz u Lophiobrycon weitzman, czyli wszystkich przedstawicieli podrodziny Glandulocaudinae sensu (Weitzman et al. 2005). Część aspermatogeniczna u wyżej wymienionych przedstawicieli zawiera kanaliki wypełnione wolnymi plemnikami w centralnej części jądra, natomiast w części peryferyjnej znajdują się tworzące się i uformowane spermatozeugmy. U wszystkich przedstawicieli Glandulocaudinae występują dwa typy spermatozeugm zrżnicowane pod względem liczby i organizacji plemnik, a tym samym wielkości (tabl. 1C–D; 4D). Małe zeugmy, tzw. jednostronne, zawierają niewielką liczbę plemnik, ktych wydłużone głki, ułożone są rnolegle w tym samym kierunku. Duże, zwane wrzecionowatymi zawierają od kilkudziesięciu do kilkuset plemnik ułożonych w dwh kierunkach (patrz: rozdz. 3.2). Stevardiinae U przedstawicieli Stevardiinae w części spermatogenicznej jądra spermiogeneza może mieć podobny przebieg jak u Glandulocaudini, kończąc się uwolnieniem wolnych plemnik do światła kanalika, jak np. u Corynopmoma riisei (szczep Corynopomini) (tabl. 2A). Uwolnione plemniki u tego gatunku nigdy nie organizują się w wyodrębnione zeugmy i w części aspermatogenicznej jądra kanaliki zawierają wyłącznie wolne plemniki, ktych wydłużone głki układają się długą osią zgodnie z kierunkiem ruchu plemnik, tworząc zwarte „rzeki plemnik” (tabl. 2B, tabl. 9C). Taki sam przebieg spermiogenezy i brak spermatozeugm występuje u Chrysobrycon hesperus i Argopleura magdalensis (tabl. 14D–E) oraz Iotabrycon praecox (tabl. 9D) ze szczepu Xenurobryconini. Natomiast u pozostałych przedstawicieli tego szczepu należących do rodzaj Scopaeocharax, Tyttocharax i Xenurobrycon końcowe etapy procesu spermiogenezy kończą się uformowaniem spermatozeugm i uwolnieniem ich do światła kanalika (tabl. 2C, E). Tym samym cześć aspermatogeniczna zawiera wyłącznie w pełni uformowane spermatozeugmy (tabl. 2D, F). Podział jądra z wyrżnieniem części aspermatogenicznej funkcjonującej jako rezerwuar plemnik przeznaczonych do inseminacji jest cechą apomorfi czną dla przedstawicieli Glandulocaudinae i Stevardiinae. Wielkość części aspermatogenicznej waha się od 17,6% –92,6% objętości jądra (średnio 55,9%), w przeciwieństwie do gatunk kąsaczowatych z zapłodnieniem zewnętrznym, u ktych te wartości osiągają 4,3% – 12,2% (średnio 7,8%) (Burns et al. 1995). Podział jądra z wyrżnieniem na część spermatogeniczną i aspermatogeniczną jest modyfi kacją zwiazaną z inseminacją powstałą niezależnie w wielu grupach ryb kostnoszkieletowych. Wśr Ostariophysi taki podział występuje w rodzinie Auchenipteridae (Siluriformes), gdzie część spermatogeniczna występuje w postaci kilku palcokształtnych płat, natomiast część aspermatogeniczna składa się z pęcherzyka nasiennego, pełniącego funkcję rezerwuaru gamet, oraz płat, tworzących sekrecję PAS-pozytywną, wspomagającą tworzenie spermatozeum oraz tylnego rejonu przetrzymującego pakiety plemnik przygotowanych do inseminacji (Meisner et al. 2000). Wśr Atherinomorpha taki podział występuje w jądrach rodzaju Ze-narchopterus (Hemirhamphidae). Tworzenie spermatozeugm i spermatofor u jednego z gatunk, Z. kampeni odbywa się podobnie jak u przedstawicieli Glandulocaudini na zasadzie łączenia się plemnik przy udziale PAS-pozytywnej sekrecji tworzonej przez nabłonkowe komki kanalik części aspermatogenicznej (Grier i Collette 1987). 3.2. ZRÓŻNICOWANIE MORFOLOGICZNEJ BUDOWY SPERMATOZEUGM I MECHANIZMÓW ICH POWSTAWANIA Glandulocaudinae U wszystkich przedstawicieli Glandulocaudinae plemniki uwolnione w trakcie spermiacji przemieszczają się do części aspermatogenicznej, w ktej kanaliki wyściełane są komkami nabłonkowymi (komkami Sertolego), tworzącymi okresowo sekrecję do światła kanalik ułatwiającąłączenie się plemnik w pakiety (tabl. 3A–B; tabl. 4A–C). Szczytowe powierzchnie komek nabłonka jednowarstwowego walcowatego występujące w centralnej partii aspermatogenicznej części jądra M. barberi tworzą liczne wypustki, a w cytoplazmie wokł jądra znajdują się koncentrycznie ułożone błony szorstkiej siateczki śrplazmatycznej, kte rozszerzają się w liczne cysterny (tabl. 3B). Komki nabłonkowe zawierają też liczne aparaty Golgiego, a w strefie przyszczytowej obecne są pęcherzyki uwalniające sekrecje (tabl. 3C, strzałka). W świetle kanalik pomiędzy wolnymi plemnikami obecna jest sekrecja o charakterze włnistym (tabl. 3D–E). PAS-negatywna reakcja w części spermatogenicznej sugeruje brak sekrecyjnej funkcji komek Sertolego (komrek cyst) (tabl. 9A), natomiast PAS-pozytywna reakcja w części aspermatogenicznej wskazuje na obecność wielocukr w sekrecji tworzonej przez komki nabłonkowe przewod wyprowadzających u przedstawicieli Glandulocaudini (tabl. 9B). Wolne plemniki przy udziale sekrecji tworzą niezależnie dwa rodzaje pakiet o rżnej organizacji i liczbie plemnik (tabl. 4C). U wszystkich badanych przedstawicieli szczepu Glandulocaudini (G. melanogenys, G. melanopelura, M. barberi, M. inequalis, M. lateralis, M. microlepis, M. rheocharis, M. sylvicola i L. weitzma-ni) zarno w aspermatogenicznej części jądra, jak i w ejakulacie zawsze obecne są dwa rodzaje pakiet: małe, zwane jednostronnymi, zawierające plemniki ułożone w jednym kierunku, oraz duże, zwane wrzecionowatymi, z plemnikami ułożonymi w dwh kierunkach (tabl. 4D). W zeugmach jednostronnych powyższych gatunk przedni biegun tworzą przylegające do siebie i stykające się błonami komkowymi rnolegle ułożone, wydłużone i spłaszczone głki plemnik (tabl. 5A, B), natomiast tylny biegun tworzą szeregi witek o zsynchronizowanym układzie aksonem (tabl. 5A, C). Między błona-mi cytoplazmatycznymi sąsiadujących głek i witek w zeugmach dochodzi do ści-słego przylegania (tabl. 5C–D). Zeugmy jednostronne M. barberi zawierają od 28 do 56 plemnik (N = 30) i osiągają długość około 60–80 μm. W zeugmach wrzecionowatych na przekroju poprzecznym są widoczne plemniki na rżnych poziomach, a grupy blisko sąsiadujących plemnik wykazują podobny poziom przekroju poprzecznego (tabl. 5E–F). W zeugmach tych plemniki ułożone są w dwh kierunkach, a witki skrajnie położonych grup plemnik tworzą ich zakończenia. Zeugmy te grupują od klikudziesięciu do kilkuset plemnik i osiągają długość od 150 do 250 μm. U przedstawicieli Glandulocaudini w uformowanych zeugmach nie zaobserwowano obecności żadnej substancji otaczającej ani spajającej plemniki. Stevardiinae W obrębie podrodziny Stevardiinae do obecnej chwili stwierdzono tworzenie zeugm w części spermatogenicznej tylko u przedstawicieli szczepu Xenurobryconini, u gatunk należących do rodzaj: Scopaeocharax, Tyttocharax i Xenurobrycon (Pecio et al. 2005). U tych gatunk zeugmy tworzą się wyłącznie w części spermatogenicznej. Pod koniec spermiogenezy wydłużone spermatydy przyjmują spolaryzowany układ w cyście tzn. ich głki znajdują się na jednym biegunie cysty, a witki po stronie przeciwnej (tabl. 6A). Głki spermatyd są lekko spłaszczone i przylegają do siebie stykając się dłuższymi krawędziami (tabl. 6B). Do uwolnienia uformowanych spermatozeugm dochodzi po utworzeniu kręgu przez ściśle przylegające do siebie zewnętrzne spermatydy, złączone za pomocą substancji spajającej, obecnej między głkami i witkami (tabl. 6C, D). Po spermiacji spermatozeugmy wypełniająświatło kanalik w spermatogenicznej i aspermatogenicznej części jądra u wszystkich trzech wyżej wymienionych rodzaj Xenurobryconini. Organizacja plemnik w zeugmach gatunk z rodzaj Scopaeocharax (S. rhinodus i S. sp.) (tabl. 7A), Tyttocharax cochui (tabl. 7B) i T. tambopatensis (tabl. 7C) jest identyczna i przypomina sposobem ułożenia plemnik zeugmy jednostronne gatunk szczepu Glandulocaudini. Jedyną rżnicą jest fakt, że witki biegnące wzdłuż głek u tych rodzaj znajdują się zawsze wewnątrz zeugmy (tabl. 7D–E). Liczba plemnik w zeugmach S. rhinodus wynosi od 55 do 160 (N = 30) i jest zazwyczaj większa od liczby plemnik w zeugmach Tyttocharax. Zewnętrzny krąg głek zawiera znacznie większą liczbę plemnik, otaczając kilkadziesiąt plemnik o mniej regularnym układzie wewnątrz (tab. 7D). Liczba plemnik w zeugmach obu gatunk Tyttocharax waha się od 16 do 64, z największą częstotliwością 32 (N = 30) (tabl. 7E). Między głkami plemnik wzdłuż przylegających krawędzi u wszystkich wyżej wymienonych gatunk występuje substancja spajająca (tabl. 7F). Odmienną organizacją plemnik charakteryzują się zeugmy gatunk rodzaju Xenurobrycon (X. macropus, X. polyancistrus, X. heterodon) (tabl. 8A) (Burns et al. 2007). Zeugmy osiągają długość ponad 220 μm, gromadząc setki plemnik; ich głki wykazują rnoległy, jednokierunkowy układ, a ich szczyty są przyczepione do centralnie zlokalizowanego rdzenia (tabl. 8B; r). Materiał spajający rdzenia wykazuje PAS-pozytywną reakcję, co potwierdza obecność mukopolisacharyd (tabl. 9F). Powierzchnia zeugmy, z wyjątkiem części apikalnej, jest pokryta witkami plemnik, kte tworzą także jej tylny biegun (tabl. 8C–E). Powierzchnię najbardziej apikalnej części zeugmy X. macropus, podobnie jak X. polyancistrus, tworzą głki plemnik (tabl. 8D). 3.3. PRZEBIEG PROCESU SPERMIOGENEZY Przebieg procesu spermiogenezy u przedstawicieli kąsaczowatych wykazujących inseminację po raz pierwszy został opisany u M. barberi (Glandulocaudini) (Pecio i Rafiński 1999). Do badań użyto mikroskopu elektronowego transmisyjnego i skaningowego, korelując zmiany ultrastrukturalne ze zmianami organizacji spermatyd w obrębie cyst. Obecnie przebieg spermiogenezy jest znany także dla C. riisei (Corynopomini) (Pecio et al. 2007) oraz Scopaeocharax rhinodus (dane własne, nieopublikowane). Wstępne etapy spermiogenezy wykazują podobny przebieg nie tylko u wyżej wymienionych gatunk z inseminacją, ale także znaczne podobieństwo do spermiogenezy ryb kąsaczowatych z zapłodnieniem zewnętrznym, np. Hemigrammus erythrozonus czy Hyphessobrycon megalopterus (Pecio et al. 2007; dane nieopublikowane). Wczesne spermatydy wszystkich powyżej wymienionych gatunk charakteryzują się kulistymi jądrami komkowymi z niernomiernie kondensującą chromatyną oraz kulistymi mitochondriami zlokalizowanymi w szerokim pasie cytoplazmy wokł jądra. Centriole, ułożone względem siebie prostopadle we wczesnych spermatydach, zlokalizowane początkowo stycznie w stosunku do jądra, przesuwają się następnie w kierunku błony cytoplazmatycznej spermatydy, z ktą styka się centriola dystalna, tworząc ciałko bazalne witki. W następnym etapie błona cytoplazmatyczna wraz z migrującymi centriolami jest wciągana w kierunku jądra. Ten etap za-początkowuje tworzenie się rękawa cytoplazmatycznego, otaczającego tworzącą się witkę, wykazującą boczny (styczny) układ w stosunku do jądra (tabl. 10A–B). W tym samym czasie centriola proksymalna lokalizuje się blisko jądra, powodując lekkie wpuklenie osłonki jądrowej, określane jako wgłębienie implantacyjne (tabl. 10A). Zazwyczaj na tym etapie chromatyna wykazuje stan drobnowłnisty (drobnogranularny na przekrojach poprzecznych). Kolejny etap spermiogenezy ma decydujące znaczenie dla osi symetrii plemnika. U większości przedstawicieli pierwotnych takson ryb kostnoszkieletowych, w tym także u ryb kąsaczowatych z zapłodnieniem zewnętrznym, spermiogeneza charakteryzuje się rotacją jądra komkowego względem diplosomu, powodującego powstanie głnej osi plemnika wyznaczonej przez witkę. Spermiogeneza charakteryzująca się rotacją jądra komkowego została określona przez Mattei (1970) jako typ I, w odrżnieniu od typu II – bez rotacji, zachowującej boczne (styczne) ustawienie witki względem jądra, kta występuje u przedstawicieli takson ewolucyjnie młodszych, jak np. Percomorpha (Mattei 1970). Plemniki powstające w trakcie spermiogenezy na drodze rotacji są określane jako typ I aquasperm. Są one pierwotnym typem plemnik, gdyż zapłodnienie zewnętrzne jest prymitywnym sposobem rozrodu ryb kąsaczowatych (Burns et al. 2009). Z tego też względu głne etapy spermiogenezy gatunk z inseminacją tworzących zmodyfi kowane plemniki (introsperm) odnoszą się do kluczowych epizod opisanych przez Mattei (1970) dla typu aquasperm. W szczegności odnoszą się one do procesu rotacji rozumianej jako zmiana pozycji jądra względem diplosomu, kta w pełnym zakresie nie występuje w trakcie spermiogenezy u żadnego gatunku z podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae. Ze względu na brak rotacji ten typ plemnik jest podobny do typu II (Mattei 1970), ale w tej grupie powstał niezależnie. Etap, w trakcie ktego u gatunk z zapłodnieniem zewnętrznym zachodzi rotacja, u gatunk z inseminacją (M. barberi, C. riisei i S. rhinodus) charakteryzuje się wydłużaniem się jądra komkowego wzdłuż wzrastającej na długość witki. Przedni fragment witki otoczony jest przez rękaw cytoplazmatyczny i przebiega w świetle kanału cytoplazmatycznego (tabl. 10C–E). Wydłużające się jądro komkowe nadaje całej spermatydzie kształt spadającej kropli. Ponadto w specyficzny gatunkowo spos zmienia się kształt i lokalizacja mitochondri: stają się wydłużone i posiadają ciemną macierz. Zajmują pozycje zarno w cytoplazmie poniżej jądra, na przeciwległym – w stosunku do centrioli – biegunie, jak np. u M. barberi (tabl. 10C), jak i w cytoplazmie otaczającej witkę po przeciwnej stronie jądra u C. riisei (tabl. 10D). Tak więc na tym etapie spermatyda wyżej wymienionych gatunk posiada witkę zlokalizowaną bocznie w stosunku do jądra oraz dwa bieguny: przedni centriolarny oraz tylny – mitochondrialny. Na przednim biegunie centriole charakteryzują się zrżnicowanym ułożeniem, zarno względem siebie, jak i względem jądra komkowego. U C. riisei najbardziej szczytową pozycję w spermatydzie zajmuje jądro komkowe, natomiast centriole – ułożone prostopadle względem siebie – leżą bocznie, nieco poniżej szczytu jądra we wgłębieniu, sugerując istnienie minimalnego zakresu rotacji jądra (tabl. 10F). W spermatydzie S. rhinodus centriole znajdują się powyżej szczytu jądra oraz ułożone są rnolegle względem siebie, co z kolei wyklucza rotację nawet w minimalnym zakresie (tabl. 10G). Dalsze etapy spermiogenezy u M. barberi i C. riisei mają nieco odmienny przebieg, chociaż ich wspną cechą pozostaje dalsze wydłużanie się jądra komkowego i rękawa cytoplazmatycznego, biegnącego wzdłuż całej spermatydy i kończącego się poniżej bieguna mitochondrialnego. U obu gatunk występuje ten sam spos kondensacji chromatyny przebiegający rnomiernie w całej objętości jądra, a polegający na pogrubianiu nici chromatyny. Podczas wydłużania się spermatyd u M. barberi pojawiają się liczne mikrotubule, kte otaczają jądro komkowe w postaci pojedynczego rzędu, od bieguna centriolarnego przedłużając się w kierunku bieguna mitochondrialnego. Na przednim biegunie spermatydy mikrotubule tworzą pęczki wokł centrioli dystalnej oraz kilka rzęd wokł jądra (tabl. 11A, B). U C. riisei proces wydłużania się jądra spermatydy przebiega bez udziału mikrotu-bul (tabl.11C–D). Kolejne etapy spermiogenezy u M. barberi to nie tylko wydłużanie się jądra komkowego i postępująca kondensacja chromatyny, ale także spłaszczenie jądra, podczas ktego następuje przemieszczenie się mikrotubul na jedną jego stronę. Na tym etapie ma miejsce znaczna redukcja kanału cytoplazmatycznego, postępująca od bieguna mitochondrialnego, pozostawiając na biegunie centriolarnym niewielki fragment wokł witki tuż poniżej centrioli dystalnej (tabl. 12A). U C. riisei nie występuje zjawisko redukcji rękawa cytoplazmatycznego. Obejmuje on witkę na całej długości jądra (tabl. 12B), na poziomie bieguna mitochondrialnego. Poniżej regionu mitochondrialnego rękaw cytoplazmatyczny występuje w postaci błon, między ktymi znajduje się znikoma ilość cytoplazmy bez organelli (tabl. 12C). W spermatydach S. rhinodus redukcja rękawa cytoplazmatycznego koreluje ze spłaszczeniem jądra komkowego, co z kolei jest związane z organizowaniem się spermatyd w cystach w spermatozeugmy (tabl. 12D). Każdy z wyżej wymienionych etap spermiogenezy obserwowany na poziomie ultrastrukturalnym w TEM ma swoje odzwierciedlenie w zmianach organizacji spermatyd wewnątrz cyst. W pierwszych etapach spermiogenezy kuliste spermatydy są rozmieszczone rnomiernie w cyście (tabl. 13A). W trakcie formowania witki i wydłużania się spermatyd zaczynają tworzyć wyraźnie biegunowy układ, w ktym głki znajdują się na jednym biegunie cysty, a witki po stronie przciwległej (tabl. 13B–C). Taki układ spermatyd charakterystyczny jest dla końcowego etapu spermiogenezy u wszystkich wymienionych wcześniej gatunk. U M. barberi, podobnie jak u wszystkich gatunk rodzaju Mimagoniates, Glandulocauda, Lophiobrycon (Gladulocaudini) spermiogeneza kończy się uwolnieniem wolnych plemnik z cyst do światła kanalik, czyli procesem spermiacji. U C. riisei, jak rnież u Chrysobrycon hesperus, Iotabrycon praecox, do światła kanalika uwalniane są wolne plemniki (tabl. 13D). Rżni je to od przedstawicieli rodzaj Scapaeocharax, Tyttocharax i Xenurobrycon, należących do szczepu Xenurobryconini, u ktych spermiacja kończy się uwolnieniem zeugm, tworzonych pod koniec spermiogenezy, w ktym istotną rolę odgrywają sekrecje komek Sertolie-go tworzących nie tylko ściany cyst, ale także biorące udział w tworzeniu tej sekrecji w spermatogenicznej części jądra (testis). Tak zrżnicowany przebieg spermiogenezy u gatunk należących do dwh podrodzin skutkuje specyficznymi gatunkowo rżnicami w ultrastrukturze plemnik, chociaż ogny plan budowy i rozmieszczenie organelli są bardzo podobne. Ponadto wydaje się, że przebieg spermiogenezy, ze względu na podobieństwa w budowie plemnik pozostałych przedstawicieli z wszystkich trzech rodzaj podrodziny Glandulocaudinae, jest bardzo podobny. Natomiast w podrodzinie Stevardiinae, grupującej przedstawicieli 17 rodzaj, proces spermiogenezy wykazuje znaczne zrżnicowanie, o czym można wnioskować zarno z przebiegu rżnicowania się powyżej opisanych spermatyd, jak i z danych dotyczących ultrastruktury plemnik. Na przykład u S. rhinodus (Xenurobryconini) podczas spermiogenezy występują takie same etapy jak u M. barberi, z tą rżnicą, że mikrotubule zachowują układ obustronny w stosunku do jądra do samego końca spermiogenezy3. Mitochondria rozmieszczone są wzdłuż jądra, tuż poniżej centrioli. W trakcie wydłużania się spermatydy zachowują taki sam układ, podlegając znacznemu wydłużaniu, ale nie przemieszczają się na tylny biegun. Także u innego gatunku ze szczepu Xenurobryconini, T. tambopatensis, mikrotubule zachowują układ obustronny, a ich mitochondria występują tylko wzdłuż jądra i nie tworzą wyodrębnionego regionu mitochondrialnego. Region ten jest obecny u przedstawicieli bazalnych rodzaj dla taksonu Xenurobryconini, jak np. Chrysobrycon, (Ch. hesperus), Argopleura (A. magdalensis), a także u przedstawicieli pozostałych szczep, np. Diapoma speculiferum, 3 Na żadnym z przedstawionych zdjęć spermatyd rodzaju Scopaeocharax nie ma uwidocznionych mikrotubul z powodu niekorzystnych warunk podczas procesu utrwalania materiału w terenie oraz przetrzymywania go przez dłuższy czas w wysokiej temperaturze. Gephyrocharax atricaudatus i G. intermedium, C. riisei, Pseudocorynopoma doriae (Burns et al. 2009). Przebieg spermiogenezy, chociaż szczegłowo poznany tylko u niewielu spośr ponad 60 gatunk ryb kąsaczowatych z inseminacją, wykazuje obecność cech synapomorficznych dla Glandulocaudinae i Stevardiinae, nie występujących u innych gatunk ryb kostnoszkieletowych. Najbardziej znamienną synapomorfią jest brak zmiany pozycji jądra względem diplosomu (rotacja w minimalnym zakresie lub brak rotacji) oraz postępujące wydłużanie się jądra wzdłuż witki, formującej się bocznie względem jądra (tabl. 16). Kolejną synapomorfią jest obecność kanału cytoplazmatycznego pojawiającego się wraz z procesem wydłużania jądra i całej spermatydy, kiedy to powstaje rękaw cytoplazmatyczny utworzony z przylegających do siebie błon komkowych, otaczający witkę na całej długości spermatydy oraz poniżej bieguna mitochondrialnego spermatydy. Brak rotacji, wydłużanie się jądra komkowego wzdłuż witki, lokalizacja mitochondri wzdłuż jądra i/lub na przeciwległym biegunie w stosunku do obu centriol decyduje o specyficznym, absolutnie unikatowym ułożeniu głnych organelli w plemnikach przedstawicieli obu podrodzin (zob. rozdz. 3.4). Synapomorfią obecną u wszystkich obserwowanych gatunk jest ten sam typ kondensacji chromatyny, polegający na stopniowym pogrubianiu jej nici chromatynowych, tworzących w obserwowanych spermatydach w mikroskopie elektronowym ziarna o coraz większej średnicy. Jest on całkowicie odmienny od typ kondensacji opisanych u gatunk z zapłodnieniem zewnętrznym, u ktych zagęszczają się nici chromatynowe pozostawiając peryferyjnie obszary elektronowo jasne usuwanych poza obszar jądra przez tworzenie de novo osłonki jądrowej (Pecio et al. 2007). Wyjątek stanowią gatunki: Salminus brasiliensis oraz Brycon microle-pis i B. orbignyanus, zaliczane obecnie do najbardziej prymitywnych przedstawicieli rodziny Characidae, kte wykazują typ kondensacji obserwowany u przedstawicieli Glandulocaudinae i Stevardiinae, zachowując widoczne grube nici chromatyny w plemnikach (Andrade et al. 2001; Romagosa et al. 1999; Verissimo-Silveira et al. 2006). Odmienność kondensacji chromatyny wiąże się z występowaniem w obrębie rodziny Characidae rżnych protamin decydujących o wzorcu kondensacji (Saperas et al. 1993). U żadnego gatunku z zapłodnieniem zewnętrznym w rodzinie Characidae podczas spermiogenezy nie występują mikrotubule. Obecność mikrotubul podczas spermiogenezy w rodzaju Mimagoniates charakteryzuje nie tylko przedstawicieli Glandulocaudini, lecz także występuje u Tyttocharax i Scopaeocharax (szczep Xenurobryconini) (Pecio i Rafiński 1994; Pecio et al. 2005) oraz u Pseudocorynopoma doriae (szczep Hysteronotini) i Bryconadenos tanaothoros (incertae sedis) (Weitzman et al. 2005). Brak mikrotubul u C. riisei oraz w plemnikach wielu innych gatunk tego samego szczepu np. z rodzaju Gephyrocharax, a także u Chrysobrycon, będącego bazalnym rodzajem dla szczepu Xenurobryconini, może świadczyć, że cecha ta jest niezależnie powstałą apomorfią w obu podrodzinach dla gatunk z rodzaj Tyttocharax i Scopeaocharax oraz Mimagoniates. Obecność mikrotubul na rżnych etapach spermiogenezy jest zjawiskiem opisywanym u wielu gatunk bezkręgowc, jak i kręgowc (Boisson i Mattei 1966; Clark 1967; McIntosh i Porter 1967; Fawcett et al. 1971), a wśr ryb kostnoszkieletowych u Poecilia latipinna (Grier 1973; 1975a) i Gambusia affi nis (Poeciliidae) (Grier 1975b). U G. affi nis mikrotubule występują przejściowo we wgłębieniu implantacyjnym podczas rotacji jądra względem diplosomu, kiedy to dochodzi do istotnych zmian kształtu jądra, i następuje po nich wydłużanie się spermatydy. Rolę mi-krotubul Grier (1975b) upatruje w stabilizowaniu jądra w trakcie zmian, wiążących się z zachodzącymi przemianami kondensacji chromatyny. Identyczne zjawisko występuje u P. reticulata, gdyż mikrotubule pojawiają się także podczas rotacji w tym samym czasie (Billard 1970). Spermiogeneza wyżej wymienionych przedstawicieli Poeciliidae wykazuje podobny przebieg także u czworooka Anableps anableps, będącego przedstawicielem Anablepidae, grupy siostrzanej względem Poeciliidae. Nie wykazano jednak u tego gatunku obecności mikrotubul w trakcie rotacji jądra komkowego (Pecio et al. w druku). 3.4. MODYFIKACJE W ULTRASTRUKTURZE PLEMNIKÓW Spośr Glandulocaudinae ultrastruktura plemnik jest znana tylko dla rodzaju Mimagoniates. U obu opisanych gatunk: M. barberi (Pecio i Rafiński 1999) i M. microlepis (Burns et al. 1998) plemniki wykazują prawie identyczną budowę. Plemnik M. barberi (o kształcie przypominającym cep) posiada znacznie wydłużoną i spłaszczoną głkę o długości około 20 μm oraz bocznie usytuowaną witkę o dłu-gości 60 μm (tabl. 14A). Zasadniczą część głki tworzy płytkowate jądro o dłu-gości 18 μm z gęsto upakowaną chromatyną. Oś spłaszczenia jądra jest prostopad-ła do osi centralnych mikrotubul (singlet) proksymalnej części witki, otoczonej przez silnie zredukowany fragment rękawa cytoplazmatycznego. Centriole, ułożone względem siebie prostopadle, znajdują się na przednim biegunie, bocznie względem jądra. Poniżej centrioli jądro lekko się rozszerza, a na długości 13–15 μm tworzy uskok dla mitochondri, zlokalizowanych częściowo wzdłuż jądra, a częściowo po-niżej, tworząc tylny, mitochondrialny biegun plemnika. Mitochondria są wydłużone i zawierają liczne, tubularne grzebienie. Na całej długości głki plemnika tuż pod błoną komkową po stronie centrioli rozmieszczone są mikrotubule. Witka posiada aksonemę o wzorcu 2 + 9, w ktej każda mikrotubula A dublet obwodowych jest wypełniona materiałem elektronowo gęstym. Analiza w skaningowym mikroskopie elektronowym plemnik Glanudulo-cauda melanogenys wykazuje niemal identyczne cechy ich budowy zewnętrznej jak u M. barberi, a mianowicie wolną witkę usytuowaną bocznie wzdłuż spłaszczonej i wydłużonej do około 24 μm głki plemnika (tabl. 14B). Wśr przedstawicieli podrodziny Stevardiinae plemniki analizowane w SEM wykazują ogny plan budowy podobny do przedstawicieli Glandulocaudinae, natomiast przejawiają znaczne zrżnicowanie pod względem długości głki, długości kanału cytoplazmatycznego, stopnia spłaszczenia głki (tabl. 14C–G). Plemniki Corynopoma riisei zachowują kanał cytoplazmatyczny otaczający witkę na całej długości głki (tabl. 14C), podobnie jak plemniki Chrysobrycon hesperus (tabl. 14D) i Argopleura magdalensis (tabl. 14E). W plemnikach Xenurobrycon mac-ropus witka otoczona jest rękawem cytoplazmatycznym tylko wzdłuż 1/4 długości głki poniżej jej szczytu (tabl. 14F), natomiast w plemnikach Scopaeocharax rhinodus zachowuje się tylko fragmentarycznie, tuż poniżej ciałka bazalnego (tabl. 14G, tabl. 16). Oprz plemnik wymienionych gatunk ultrastruktura plemnik wśr Stevardiinae znana jest w Diapoma speculiferum, Pseudocorynopoma doriae (Burns et al. 1998), Gephyrochyrax atricaudatus i Chrysobrycon sp. (Burns et al. 2009). Plemniki najbardziej bazalnego szczepu w obrębie Stevardiinae, Diapomini (D. speculiferum, D. sp.), wykazują najmniejszy stopień wydłużenia głki (około 4,3 μm), przesunięcie mitochondri kulistych na przeciwległy w stosunku do centrioli biegun mitochondrialny oraz witkę umieszczoną w świetle kanału cytoplazmatycznego wzdłuż jądra na całej długości głki i poniżej bieguna mitochondrialnego. Prostopadłe względem siebie ułożenie centrioli oraz ich lokalizacja poniżej szczytu jądra we wgłębieniu implantacyjnym sugeruje, że w trakcie spermiogenezy rotacja zachodzi tylko w minimalnym zakresie. Tak więc spermiogeneza charakteryzuje się odmiennym od typu I, zmodyfikowanym przebiegiem przypominającym typ II (tabl. 16). Bardzo podobną budowę do plemnik D. speculiferum, w ktej plemniki zachowują taką sama lokalizację, jak i układ centrioli, ale bardziej wydłużone głki (ponad 8 μm), posiadają plemniki rodzaju Gephyroharax: G. atricaudatus i G. intermedium, kty stanowi grupę bazalną szczepu Corynopomini. Jądro plemnik, podobnie jak u Diapoma, zachowuje owalny zarys na przekrojach poprzecznych. Kanał cytoplazmatyczny wydłużony poza region mitochondrialny u Chrysobrycon cechuje plemniki innego przedstawiciela Corynopomini, C. riisei. W plemnikach tego gatunku centriole zachowują układ prostopadły i znajdują się we wgłębieniu implantacyjnym jądra. Mitochondria usytuowane wzdłuż wydłużonego jądra charakteryzuje ekstremalne wydłużenie, w odrżnieniu od mitochondri tworzących region mitochondrialny, lekko wydłużonych. Jądro plemnika na przekroju poprzecznym wykazuje znaczne spłaszczenie na biegunie centriolarnym, natomiast poniżej wgłębienia implantacyjnego przyjmuje kształt owalny. Głka osiąga długość około 16 μm (tabl. 14C; tabl. 15). Najdłuższe plemniki występują u Pseudocorynopoma doriae (szczep Hysteronotini), osiągając ponad 31 μm i są najdłuższymi plemnikami wśr ryb kostnoszkieletowych (Burns et al. 1998). Układ organelli i przebieg kanału cytoplazmatycznego jest taki sam jak u C. riisei. Cechą wyrżniającą plemniki P. doriae jest elektronowo gęsty pierścień wzmacniający wewnętrzną część kanału cytoplazmatycznego. W szczepie Xenurobryconini plemniki bazalnego rodzaju Chrysobrycon wykazują cechy opisane dla plemnik rodzaju Gephyrocharax, osiągając podobny stopnień wydłużenia głki (około 7,6 μm) (Burns et al. 2009). Cechami specyfi cznymi są struktury wielopęcherzykowe między mitochondriami. Podobną budowę, z zachowanym długim rękawem cytoplazmatycznym, wykazują też plemniki Argopleura magdalensis (tabl. 14E). Redukcja rękawa cytoplazmatycznego widoczna jest wśr przedstawicieli takson terminalnych: niecałkowita u X. macropus i znaczna w rodzajach Tyttocharax i Scopaeocharax (tabl. 16). W plemnikach gatunk T. tambopatensis i T. cochui głki są silnie spłaszczone, rękaw cytoplazmatyczny otacza witkę tylko poniżej ciałka bazalnego, a centriole znajdują się szczytowo nad jądrem i są ułożone względem siebie prawie rnolegle (tabl.16). Znacznie wydłużone mitochondria ułożone są wzdłuż jądra, ale odmiennie niż w rodzaju Mimagoniates, gdyż występują po obu stronach jądra i nie tworzą wy-odrębnionego regionu mitochondrialnego. W plemnikach S. rhinodus mitochondria znajdują się po jednej stronie jądra, wyłącznie w przedniej i środkowej części gł-ki plemnika (tabl. 14G; tabl. 16). Cechą charakterystyczną dla plemnik obu tych rodzaj jest obecność mikrotubul, kte występują zawsze pod błoną komkową w jednym szeregu po obu stronach osi spłaszczenia. Plemniki Tyttocharax osiągają długość około 16–17 μm, natomiast u S. rhinodus około 11 μm. Cechami synapomorficznymi plemnik wynikającymi ze znacznie zmienionego (zmodyfi kowanego) przebiegu spermiogenezy w związku z inseminacją u przedstawicieli podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae są: brak rotacji jądra komkowego (cecha 1, tabl. 16), wydłużenie jądra komkowego (w rżnym stopniu) względem bocznie tworzącej się witki (cecha 2), lokalizacja centriol na przednim biegunie (bocznie lub szczytowo w stosunku do jądra w przedniej części głki plemnika) tworzącymi biegun centriolarny oraz lokalizacja mitochondri wzdłuż jądra i/lub poniżej, tworzących region mitochondrialny (cecha 3), występowanie rękawa cytoplazmatycznego w trakcie spermiogenezy obejmującego witkę na całej długości spermatydy (cecha 4, tabl. 16). Takimi cechami charakteryzują się plemniki Diapomini, taksonu bazalnego oraz gatunki bazalne w szczepie Corynopomini (Gephyrocharax) i Xenurobryconini (Chrysobrycon). Występująca redukcja kanału cytoplazmatycznego w końcowej fazie spermiogenezy (cecha 5, tabl. 16) jest najprawdopodobniej niezależnie powstałą cechą dla gatunk rodzaj Glandulocauda i Mimagoniates oraz Tyttocharax i Scopaeocharax. Podobnie, cechą powstałą niezależnie może być także ekstremalne wydłużenie mitochondri zlokalizowanych wzdłuż jądra (cecha 6, tabl. 16) u przedstawicieli rodzajTyttocharax, Scopaeocharax oraz C. riisei i P. doriae. Także obecność mikrotubul w trakcie spermiogenezy i w dojrzałych plemnikach (cecha 7, tabl. 16) są cechami niezależnie powstałymi w rodzaju Mimagoniates (chociaż nie można jej wykluczyć u innych przedstawicieli Glandulocaudini) oraz Tyttocharax i Scopaeocharax, kte mogą być związane z tworzeniem spermatozeu-gm przez te gatunki. Opisana obecność mikrotubul w plemnikach P. doriae może być autapomorfią tego gatunku, ale wydaje się, że jest to cecha dość kontrowersyjna, ponieważ występowanie mikrotubul zaobserwowano tylko w niektych plemnikach, co może świadczyć o ich czasowym występowaniu np. w trakcie spermiogenezy i zanikaniu w dojrzałych plemnikach jak np. u przedstawicieli piękniczkowatych P.latipinna czy G. affi nis (Billard 1970; Grier 1973; 1975a; 1975b). Niemniej jednak interpretację tej cechy komplikuje brak danych o ultrastrukturze plemnik pozosta-łych rodzaj Glandulocaudini oraz w rodzaju Landonia ze szczepu Landonini, ktry jest obecnie uznawany za bazalny szczep podrodziny Stevardiinae (tabl. 16). Gdyby u tych gatunk rnież występowały mikrotubule, mogłoby to oznaczać, że są one kolejną synapomorfią, ale utraconą przez niekte gatunki, np. takie, u ktych do końca spermiogenezy zachowuje się długi kanał cytoplazmatyczny mieszczący witkę wzdłuż całej głki plemnika. Rękaw cytoplazmatyczny ograniczający amplitudę wygięć witki na całej długości głki młby pełnić prawdopodobnie funkcję stabilizacyjną podczas ruchu plemnika w trakcie dezintegracji zeugm. Obecność mikrotubul pod błoną komkową, wzdłuż jądra u M. barberi, a także niektych przestawicieli Xenurobryconini z rodzaj Tyttocharax, Scopaeocharax, jest skorelowana ze znaczną redukcją rękawa cytoplazmatycznego pod koniec spermiogenezy, powodującą, że witka otoczona jest tylko małym fragmentem rękawa cytoplazmatycznego tuż poniżej centrioli dystalnej, natomiast pozostała jej część jest wolna. Nie ma informacji o ultrastrukturze plemnik u przedstawicieli rodzaju Xenurobrycon, u ktych witka biegnie jako wolna wzdłuż co najmniej 2/3 długości głki plemnika. Gdyby w plemnikach przedstawicieli Xenurobrycon występowały mikrotubule, mogłoby to świadczyć, że ich obecność jest skorelowana z redukcją rękawa cytoplazmatycznego u wszystkich wyżej wymienionych gatunk. Ich obecność można także korelować z występowaniem zeugm, gdyż na podstawie danych z literatury przedmiotu wiadomo, że tworzone są właśnie u tych przedstawicieli, a nigdy nie opisano ich obecności u gatunk nietworzących zeugm i posiadających rękaw cytoplazmatyczny sięgający poniżej głki plemnik (Diapoma, Chrysobry-con, Gephyrocharax, Corynopoma, Pseudocorynopoma). Taką hipotezę wzmacnia występowanie spermatozeugm i obecność mikrotubul w plemnikach B. tanaothoros (incertae sedis do rodziny Characidae), posiadających fragmentaryczny rękaw cytoplazmatyczny (Weitzman et al. 2005). Agregowanie plemnik w pakiety jest korzystne do przekazywania nasienia, jak i do transportu w drogach żeńskiego układu rozrodczego, gdyż ruch generowany przez zespł witek jest efektywniejszy niż przez pojedynczy plemnik, co umożliwia szybsze przemieszczanie się gamet. Takie zjawisko opisano u myszy leśnej Apodemus sylvaticus, u ktej plemniki w jajowodach tworzą tzw. sperm trains dzięki agregacji setek lub tysięcy plemnik w drogach samicy, co okazuje się skutecznym mechanizmem konkurencji plemnik i pozwala na szybsze docieranie do jaj w pornaniu z pojedynczymi plemnikami, zwiększając szansę na skuteczne zapłodnienie (Moore et al. 2002). Obecność mikrotubul może także się wiązać z procesem dezintegracji zeugm, kiedy w celu uwolnienia się pojedynczego plemnika z zeugmy ruch generowany przez witkę wymaga dużej giętkości i elastyczności głki plemnika, związanych ze znaczną amplitudą wygięć (obserwacje własne in vitro). Hipotezę tę wzmacnia fakt, że gatunki – ktych plemniki posiadają rękaw cytoplazmatyczny na całej długości głki – nie tworzą zeugm, a amplituda wygięć witki podczas ruchu postępowego jest ograniczana przez przestrzeń kanału cytoplazmatycznego, eliminując znaczne wygięcia głki plemnika. 4. WNIOSKI 1. Przedstawione w niniejszej monografii dane odnoszące się do adaptacji związanych z inseminacją w strukturze gonady, procesie spermiogenezy oraz ultrastrukturze plemnik u samc dwh podrodzin: Glandulocaudinae i Stevardiinae wykazują z jednej strony obecność niezwykle zrżnicowanych modyfi kacji wśr grupujących zaledwie 60 gatunk ryb kąsaczowatych w liczącym ponad 29 tysięcy gatunk taksonie ryb kostnoszkieletowych, a z drugiej strony obecność wielu synapomorfi i może sugerować, że inseminacja pojawiła się już u przodka obu tych siostrzanych takson. 2. Po dywergencji podrodzin Glandulocaudinae i Stevardiinae ewolucja cech związanych z inseminacją przebiegała niezależnie nie tylko między przedstawicielami obu podrodzin, ale także w ich obrębie, o czym świadczą odmienne mechanizmy organizacji plemnik i powstawania zeugm. Najczęściej tworzonym typem zeugm jest rnoległe ułożenie wydłużonych głek tworzących przedni biegun, ktych błony komkowe stykają się bezpośrednio z sobą (Glandulocauda, Lophiobrycon, Mimagoniates) lub są ze sobą spojone materiałem elektronowo gęstym wy-stępującym między głkami o kolistym układzie (Tyttocharax, Scopaeocharax) lub znajdującym się w rdzeniu zeugmy (Xenurobrycon). W pierwszym przypadku zeugmy powstają podczas łączenia się wolnych plemnik w świetle kanalik części aspermatogenicznej, a w pozostałych powstają pod koniec spermiogenezy w cystach części spermatogenicznej. 3. Powstające zeugmy pod koniec spermiogenezy u przedstawicieli szczepu Stevardiini wykazują odmienny spos organizacji i liczbę plemnik. W zeugmach Tyttocharax i Scopaeocharax plemniki występują na jednym poziomie, podczas gdy u Xenurobrycon szczyty głek plemnik przyczepione są do centralnie zlokalizowanego PAS-pozytywnie wybarwiającego się rdzenia zeugmy. Liczba plemnik u Tyttocharax wynosi od 16–32, a u Scopaeocharax od 55–160, natomiast zeugmy Xenurobrycon gromadzą kilkaset plemnik. 4. W obrębie podrodziny Stevardiinae przedstawicele szczep Diapomini, Co-rynopomini, Hysteronotini oraz rodzaj Chrysobrycon, Argopleura, Iotabrycon ze szczepu Xenurobryconini nie formują zeugm. Ich głki tworzą przylegające do siebie „rzeki plemnik”, znacznie zwiększające gęstość nasienia. 5. Przedstawiciele Glandulocaudinae (Glandulocauda, Lophiobrycon, Mimagoniates) są jedynymi przedstawicielami, u ktych opisano dwa niezależnie istniejące typy zeugm: jednostronne i wrzecionowate. Być może funkcja tych zeugm jest odmienna w układzie rozrodczym samic. Zeugmy jednostronne mogą szybciej się przemieszczać w jajniku wskutek zintegrowanego ruchu wszystkich witek, natomiast duże, wrzecionowate, posiadające zakończenia z witek na obu biegunach, mogą pozostawać zintegrowane w jajniku, stanowiąc zapas nasienia na dłuższy czas. 6. Plemniki wszystkich gatunk tworzących zeugmy (Glandulocauda, Mimagoniates, Tyttocharax, Scopaeocharax, Xenurobrycon) posiadają zredukowany rękaw cytoplazmatyczny oraz wykazują obecność mikrotubul wzdłuż jądra komkowego dojrzałych plemnik. Obecność tych cech pojawiła się w trakcie przebiegu spermiogenezy najprawdopodobniej niezależnie u przedstawicieli obu podrodzin w związku ze znacznym wydłużeniem i spłaszczeniem jądra jako adaptacji do zwiększenia kontaktu między przylegającymi plemnikami w zeugmach. Mikrotubule mogą zwiększać elastyczność i giętkość głki plemnik w trakcie procesu dezintegracji zeu-gm w układzie rozrodczym samic. 7. Plemniki gatunk nietworzących zeugm wykazują obecność długiego kanału cytoplazmatycznego, ciągnącego się wzdłuż witki i sięgającego poza region mitochondrialny. Pomimo zrżnicowanej długości głki plemnika osiągającej aż do 31 μm u Pseudocorynopoma doriae nie opisuje się mikrotubul wokł jądra jako sta-łego elementu plemnika. 5. STRESZCZENIE Przedstawione w niniejszej monografi i wyniki badań dotyczą ryb kostnoszkieletowych z rodziny kąsaczowatych: 9 gatunk z trzech rodzaj (Glandulocauda, Mimagoniates, Lophiobrycon) podrodziny Glandulocaudinae i 10 gatunk z 7 rodzaj (Argopleura,Chrysobrycon, Corynopoma, Iotabrycon, Xenurobrycon, Scopaeocharax, Tyttocharax) podrodziny Stevardiinae. Badania prowadzone w mikroskopie świetlnym, mikroskopie elektronowym transmisyjnym i skaningowym wskazują na obecność synapomorfi w strukturze gonady samc, procesie spermiogenezy i ultrastrukturze plemnik, sugerujących pojawienie się inseminacji u wspnego przodka obu najbliżej z sobą spokrewnionych podrodzin. Gonady wszystkich badanych samc wykazują podział funkcjonalny jądra na część spermatogeniczną i aspermatogeniczną. W części spermatogenicznej proces spermiogenezy przebiegający w cystach kończy się uwolnieniem wolnych plemnik do światła kanalik, z wyjątkiem przedstawicieli rodzaj Scopaeocharax, Tyttocharax i Xenurobrycon, u ktych końcowe etapy spermiogenezy są skorelowane z procesem tworzenia jednostronnych zeugm, wobec czego w świetle kanalik części spermatogenicznej oraz w części aspermatogenicznej znajdują się wyłącznie pakiety plemnik. U pozostałych przedstawicieli rodzaj podrodziny Stevardiinae w świetle kanalik występują wolne plemniki, z obecną sekrecją, tworzoną przez komki nabłonkowe w postaci drobnoziarnistej (np. Corynopoma) lub kropel (np. Iotabrycon). U wszystkich przedstawicieli podrodziny Glandulocaudinae w świetle kanalik części spermatogenicznej występują wolne plemniki. W części aspermatogenicznej do światła kanalik tworzona jest okresowo wydzielina, wspomagająca łączenie się plemnik w pakiety o rżnej wielkości i zrżnicowanym sposobie organizacji plemnik: małe, zwane jednostronnymi zawierające od kilkunastu do kilkudziesięciu plemnik ułożonych rnolegle i w jednym kierunku oraz duże, zwane wrzecionowatymi, zawierające kilkaset plemnik ułożonych rnolegle w dwh kierunkach, tworzących zakończenia zeugm z witek. Ten spos tworzenia zeugm w części aspermatogenicznej oraz dwa typy zrżnicowanych spermatozeugm są cechami apomorficznymi przedstawicieli rodzaj: Glandulocauda, Mimagoniates i Lophiobry-con. Podobnie, tworzenie zeugm w rodzajach Scopaeocharax, Tyttocharax wykazuje charakter apomorfi dla tych rodzaj. Natomiast odmienny spos tworzenia w cystach zeugm gromadzących setki plemnik w rodzaju Xenurobrycon ma charakter autapomorfi czny. Kolejne synapomorfi e dotyczą procesu spermiogenezy, kty u wszystkich przedstawicieli obu podrodzin charakteryzuje się takim samym sposobem kondensacji chromatyny przebiegającej rnomiernie w całej objętości jądra, polegającej na tworzeniu coraz grubszych nici chromatynowych, odzwierciedlających obecność tych samych typ białek histonowych oraz zminimalizowanym zakresem rotacji jądra komkowego względem diplosomu, wskutek czego witka zlokalizowana jest bocznie w stosunku do jądra. Centriole są zlokalizowane na przednim biegunie spermatydy i zachowują pozycję bocznie szczytową względem jądra, z wyjątkiem spermatyd Tyttocharax i Scopaeocharax, u ktych występują na szczycie głki nad jądrem. Mitochondria ulegają wydłużeniu i przemieszczają się na biegun przeciwległy w stosunku do centrioli, zachowując pozycję częściowo boczną względem jądra, a częściowo poniżej, oraz tworząc tylny region mitochondrialny. W trakcie spermiogenezy u wszystkich gatunk dochodzi do wydłużania się jądra komkowego spermatydy, z rnoczesnym wydłużaniem się rękawa cytoplazmatycznego, otaczajacego witkę na całej długości jądra, regionu mitochondrialnego i wydłużającego się poniżej jądra w postaci błon z niewielką ilością cytoplazmy, otaczajacych samą witkę. Rękaw cytoplazmatyczny zachowuje się do końca spermiogenezy u znakomitej większości przedstawicieli Stevardiinae, natomiast ulega redukcji w końcowej fazie spermiogenezy u przedstawicieli rodzaj Tyttocharax i Scopaeocharax. W spermatydach gatunk obu tych rodzaj wokł jądra pojawiają się mikrotubule oraz dochodzi do znacznego spłaszczania się głek spermatyd. Ten etap powiązany jest z biegunowym ułożeniem spermatyd w cyście, rozpoczynającym tworzenie się spermatozeu-gm. Redukcję rękawa cytoplazmatycznego jako cechę powstałą najprawdopodobniej konwergentnie obserwuje się także w spermatydach rodzaj Glandulocauda, Mimagoniates i Lophiobrycon, ale spermiogeneza znana jest tylko w rodzaju Mima-goniates, gdzie potwierdzono obecność mikrotubul wokł jądra. W obu badanych podrodzinach powstające w trakcie spermiogenezy plemniki charakteryzują się unikatowymi cechami pod względem rozmieszczenia organelli. Do synapomorfii plemnik obu podrodzin należą: boczne ułożenie witki względem wydłużonego jądra, ułożenie centriol na przednim biegunie plemnika, obecność wydłużonych mitochondri wzdłuż i/lub poniżej jądra, obecność rękawa cytoplazmatycznego długiego lub zredukowanego. Znacznie zredukowany rękaw cytoplazmatyczny jest paralelizmem w rodzajach Scopaeocharax i Tyttocharax oraz Glan-dulocauda i Mimagoniates, u ktych występują także mikrotubule w dojrzałych plemnikach. Te unikatowe cechy te są najprawdopodobniej powstałymi niezależnie adaptacjami związanymi z tworzeniem się zeugm. Częściowo zredukowany rękaw cytoplazamtyczny występuje w plemnikach X. macropus, u ktego także tworzone są zeugmy w cystach, ale o odmiennym sposobie organizacji niż u wyżej wymienionych gatunk. Podobny typ organizacji plemnik opisano w literaturze przedmiotu u Bryconadenos tanaothoros, ktego plemniki posiadają rękaw cytoplazmatyczny zredukowany do ⅓ długości głki, otoczonej mikrotubulami. Obecność tych cech jest adaptacją związaną z tworzeniem pakiet, dezintegrujących w układzie rozrodczym samic, kiedy to podczas uwalniania się plemnik z zeugm witka wytwarza znaczą amplitudę wygięć głki, a mikrotubule pełnią rolę wzmacniającą jądro komkowe plemnika. 6. ABSTRACT The data presented in this monograph are based on LM, TEM and SEM studies of 9 species from 3 genera (Glandulocauda, Mimagoniates, Lophiobrycon) of Glan-dulocaudinae and 10 species from 7 genera (Argopleura,Chrysobrycon, Corynopo-ma, Iotabrycon, Xenurobrycon, Scopaeocharax, Tyttocharax) of Stevardiinae show-ing synapomorphies in testis structure, the process of spermiogenesis and sperm ultrastructure, which may suggest that insemination could have arisen in a common ancestor of both subfamilies. Testes in all mature males are functionally divided into anterior spermatogenic and posterior aspermatogenic regions. In the spermatogenic regions, free spermatozoa are released from the spermatocysts at the end of spermiogenesis, except for rep-resentatives of three genera, Scopaeocharax, Tyttocharax and Xenurobrycon, where the final stages of spermiogenesis correlate with spermatozeugmata formation. For this reason, the aspermatogenic regions of these 3 genera contain only fully formed spermatozeugmata, whereas in all other representatives of Stevardiinae, free spermatozoa with some secretion are present in the lumens of tubules. Secretion, produced by the epithelial cells (Sertoli cells) lining the tubules, is granular (e.g. Corynopoma, Mimagoniates) or in the form of droplets (e.g. Iotabrycon). Also, in all representatives of Glandulocaudinae, free spermatozoa are present in the aspermatogenic region, with the secretion being produced periodically by the epithelial cells ( Sertoli cells) to aid in the coalescence of spermatozoa into spermatozeugmata. Two types of spermatozeugmata are formed: small, one-sided ones with parallel arangement of spermatozoa, and large, spindle-shaped ones, in which the spermatozoa are oriented in two directions and flagella form the opposite tips. The manner of spermatozeugmata formation and production of two types of sperma-tozeugmata are apomorphic characters for all glandulocaudine genera: Glandulocau-da, Mimagoniates and Lophiobrycon. Some genera mentioned above that belong to the tribe Xenurobryconini also have representatives that produce one-sided sperma-tozeugmata. Spermatozeugmata of Tyttocharax and Scopaeocharax each contain 16– 32 and 55–160 spermatozoa, respectively, all being at one level. The spermatozeug-mata of Xenurobrycon, however, contain hundreds spermatozoa at several levels with the surface being covered by fl agella. The following synapomorphies relate to the process of spermiogenesis. In all spermatids during spermiogenesis the chromatin condenses evenly throughout the entire volume of the nucleus and shows a granular pattern, suggesting the presence of the same types of protamines. The nucleus either rotates minimally or fails to rotate, resulting in the flagellum being located laterally to the nucleus and the centri-oles at the anterior pole, mainly laterally to the nucleus or at the tip above the nucleus in Tyttocharax and Scopaeocharax. Mitochondria are elongated and distributed at the posterior pole of the spermatid. They are located partly alongside the nucleus and below it, forming the mitochondrial region. During elongation of the nucleus the cytoplasmic sleeve also elongates and surrounds the fl agellum alongside the en-tire spermatid as well as posterior to the mitochondrial region, and consists of closely apposed membranes with little cytoplasm. In this manner the cytoplasmic sleeve surrounds the flagellum in most Stevardiinae species, except for Tyttocharax and Scopaeocharax, where it is reduced in length at the end of spermiogenesis. During spermiogenesis in the spermatids of these two genera, microtubules appear around the nucleus, which flattens. Reduction of the cytoplasmic sleeve and flattening of the nucleus both correlate with the polar arrangement of the spermatids within spermatocysts and spermaozeugmata formation. Reduction of the cytoplasmic sleeve, apparently due to convergent evolution, is also observed at the end of spermiogenesis in species of Glandulocauda, Mimagoniates and Lophiobrycon. However, the presence of microtubules around the nucleus is confirmed only in Mimagoniates, for which spermiogenesis has been described. The spermatozoa from representatives of both families possess characters unique among the 29,000 species of teleost fishes. The main synapomorphies are as follows: elongated nucleus with flagellum situated laterally; anterior location of centrioles; presence of elongated mitochondria alongside the nucleus and forming a mitochondrial region; and presence of elongated cytoplasmic sleeve alongside the sperma-tid. Reduced cytoplasmic sleeves appear in species of Scopaeocharax, Tyttocharax, Glandulocauda and Mimagoniates, where mature spermatozoa also possess micro-tubules. Reduction of the cytoplasmic sleeve is a character that probably arose independently and may relate to spermatozeugmata formation/disintegration. A partially reduced cytoplasmic sleeve is present in spermatozoa of Xenurobrycon macropus, which also produce the packets within the spermatocysts. Similar spermatozeugma-ta are described in Bryconadenos tanaothoros, where the cytoplasmic sleeve is also reduced to ⅓ length of the nucleus and microtubules are present around the nucleus. The presence of these characters in the incertae sedis species may confi rm the hypothesis that reduction of the cytoplasmic sleeve and presence of microtubules in mature spermatozoa exist in species that produce spermatozeugmata that disintegrate within the female reproductive system. Microtubules may stiffen the nucleus during disintegration, when the flagellum produces the great amplitude of bending of the nucleus. 7. PODZIĘKOWANIA Temat niniejszej pracy nie byłby przeze mnie nigdy zrealizowany, gdyby nie inspiracja i motywacja prof. dr. hab. Jana Rafińskiego, kty najpierw zachęcił mnie do badań biologii rozrodu traszek, a następnie wspomł we wstępnych badaniach tego niezwykłego sposobu rozrodu wśr ryb kostnoszkieletowych – czyli insemiancji połączonej z jajorodnością u Mimagoniates barberi. Kontynuacja tych badań w szerszym zakresie stała się możliwa dzięki wspłpracy z profesorami J.R. Burnsem z George Washington Uniwersity (Washington, DC, USA ) i S.H. Weitzmanem z Smithsonian Institution, National Museum of Natural History (Washington, DC, USA), ktzy przesłali mi do badań cały materiał, jakim dysponowali, obdarzając mnie zaufaniem w realizacji tego przedsięwzięcia, za co niezwykle serdecznie im dziękuję. Profesorowi J.R. Burnsowi szczegnie dziękuje za dzielenie się ze mną najnowszymi, nieopublikowanymi wynikami badań dotyczących gatunk z kladu A oraz korekty anglojęzyczne. Za wspieranie mnie we wszystkich przedsięwzięciach badań zwiąnych z rybami kąsaczowatymi przez lata wspłpracy oraz krytyczne uwagi w redagowaniu niniejszego wydania dziękuję pani dr hab. Lucynie Witalińskiej. Panu prof. dr. hab. Jackowi M. Szymurze dziękuję za liczne stymulujące dyskusje i uwagi podczas pisania wstępu i dyskusji. Serdecznie dziękuję dr. S. Hofmanowi i dr. A. Osikowskiemu za uwagi do maszynopisu. Dr Dagmarze Podkowie za pomoc w opracowaniu tablic i schemat oraz Władysławie Jankowskiej i Iwonie Kicie za wykonanie rysunk do rycin. Paniom: Jadwidze Faber z pracowni SEM i Marii Kozłowskiej z pracowni TEM z Zakładu Cytologii i Histologii UJ za kompetentną i nadzwyczajną pomoc techniczną. Wszystkim pracownikom Zakładu Anatomii Pornawczej dziekuję za okazywane wsparcie i pomoc podczas pisania pracy. 8. BIBLIOGRAFIA Ahlberg P. (2009). Birth of the jawed vertebrates. Nature 457: 1094–1095. Amoroso E.C. (1960). Viviparity in fishes. Symp. Zool. Soc. London I: 153–181. Andrade R.F., Bazzoli N., Rizzo E., Sato Y. (2001). Continuous gametogenesis in the Neotropical freshwater teleost, Brycon affi nis (Pisces: Characidae). Tissue Cell 33: 524–532. Arratia G. (2000). Phylogenetic relationships of teleostei: past and present. Estudios Oceanalogicos 19: 19–51. Atkins D.L., Fink W.L. (1985). Morphology and histochemistry of the caudal gland of Corynopoma riisei Gill (Teleostei, Characidae). J. Fish Biol. 14: 465–469. Azevedo M.A., Malabarba L.R., Fialho C.B. (2000). Reproductive biology of the inseminating glandulocaudine Diapoma speculiferum Cope (Teleostei: Characidae). Copeia 2000: 983–989. Baccetti B. (1979). The evolution of the acrosome complex. W: The Spermatozoon. Red. Fawcett D.W., Bedford J.M. Urban and Schwarzenberg. Baltimore-Munich. Baccetti B. (1985). The evolution of the sperm cell. W: Biology of Fertilization. Red. Metz C.B., Monroy A. Academic Press, NY. Baccetti B. Burini A.G., Callaini A.G., Gilbertini G. Mazzini M. Zerunian Z. (1984). Fish germinal cells. I. Comparative spermatology of seven cyprinid species. Gamete Res. 10: 373–396. Balon E.K. (1985). Early life histories of fishes: New developmental, ecological and evolutio-nary perspectives. Developments in Environmental Biology of Fishes. Dr. W. Junk Pub-lishers, Dordrecht. NL. Bieniarz K., Epler P. (1991). Rozr ryb. Akademia Rolnicza. Lettra. Krak. Billard R. (1970). La spermatogenèse de Poecilia reticulata, IV La spermiogenèse. Étude ultrastructurale. Annales de Biologie Animale 10: 493–510. Billard R. (1987). Testis growth and spermatogenesis in teleost fish: the problem of the large interspecies variability in testis size. Proc.3rd Int. Symp. Reprod. Physiol. Fish.: 183–186. Billard R., Cosson M.P. (1992). Some problems related to the assessment of sperm motility in freshwater fishes. J. Exp. Zool. 261: 122–131. Blackburn D.G., Evans H.E., Vitt L.J. (1985). The evolution of fetal nutritional adaptations Fortschr. Zool. 30: 437–439. Bl V. (1986). Vertebrate Reproduction. Springer-Verlag, Berlin. Boisson C., Mattei X. (1966). Sur la spermatogenese du Python sebae (Gmelin) etudie au microscope electronique. C.R. Soc. Biol. 159: 1192–1194. BorońA. (1992). Naturalne poliploidy u ryb. Przegl. Zool. 1–4: 67-76. Breder C.M., Rosen D.E. (1966). Mode of Reproduction in Fishes: How Fishes Breed. T.F.H. Publications, Jersey City, New Jersey. Brembach M. (1976). Anatomische Beitrage zur Systematik lebengebärender Halbschnabler (Hemirhamphidae, Pisces). Ztschr. Zool. Syst. Evol. Forsch. 14: 169–177. Burns J.R. (1991). Testis and gonopodium development in Anableps dowi (Pisces: Anablepidae) correlated with pituitary gonaotropic zone area. J. Morphol. 210: 45–53. Burns J. R., Weitzman S.H. (1996). Novel gill-derived gland in the male swordtail characin, Corynopoma riisei (Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae). Copeia 1996: 627–633. Burns J.R., Weitzman S.H. (2005). Insemination in ostariophysan fishes: 107–134. W: Viviparous Fishes. Red. Grier H.J., Uribe M.C. New Life Publications, Homestead Florida. Burns J.R., Weitzman S.H. (2006). Intromittent organ in the genus Monotocheirodon (Characiformes: Characidae). Copeia (2006): 529–534. Burns J.R., Weitzman S.H., Grier H.J., Menezes N.A. (1995). Internal fertilization, testis and sperm morphology in glandulocaudine fishes (Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae). J. Morphol. 224: 131–145. Burns J.R.,Weitzman S.H., Malabarba L.R. (1997). Insemination in eight species of cheirodontine fishes (Teleostei: Characidae: Cheirodontinae). Copeia 1997: 433–438. Burns J.R., Weitzman S.H., Lange K.R., Malabarba L.R. (1998). Sperm ultrastructure in cha-racid fishes (Teleostei: Ostariophysi): 235–244. W: Phylogeny and Classifi cation of Neotropical Fishes. Red. Malabarba, L.R., Reis R.E., Vari R.P., Lucena Z.M.S., Lucena C.A.S. Porto Alegre, Brazil: Edipucrs. Burns J.R., Menezes A.D., Weitzman S.H., Malabarba L.R. (2002). Sperm and spermatozeugma ultrastructure in the inseminating catfi sh, Trachelyopterus lucenai (Ostariophysi: Siluriformes: Auchenipteridae). Copeia 2002: 173–179. Burns J.R., Quagio-Grassiotto I., Jamieson B.G.M. (2009). Ultrastructure of spermatozoa: Ostariophysi. W: Jamieson B.G.M. (red.). The Reproductive Biology and Phylogeny in Fishes. Vol. I. Science Publishers, Enfi eld (NH). Calcagnotto D., Schaefer S.A., DeSalle R. (2005). Relationship among characiform fi shes inferred from analysis of nuclear and mitochondrial gene sequences. Molec. Phylog. Evol. 36: 135–153. Castro R.M.C., Ribeiro A.C., Benine R.C., Melo A.L.A. (2003). Lopiobrycon weitzmani, a new genus and species of glandulocaudinae fish (Characiformes: Characidae) from the rio Grande drainage, upper rio Parana system, southeastern Brazil. Neotrop. Ichthyol. 1: 11–19. Clark A.W. (1967). Some aspects of spermiogenesis in lizards. Amer. J. Anat. 121: 369–400. Cosson J., Dreanno C., Billard R., Suquet M., Cibert C. (1999). Regulation of axonemal wave parameters of fish spermatozoa by ionic factors: 161–186. W: The male gamete: from basic knowledge to clinical applications. Red. Gagnon C. Cache River Press, St. Louis. Constantz G.D. (1984). Sperm competition in Poeciliid fishes: 465–485. W: Sperm Competition and the Evolution of Animal Mating Systems. Red. Smith R.L. Academic Orlando Press. Darling J.D.S., Noble M.L., Shaw E. (1980). Reproductive strategies in surfperches. I. Multiple insemination in natural populations in the shiner perch, Cymatogaster aggregata. Evolution 34: 271–277. Dawley R.M. (1989). An introduction to unisexsual vertebrates. Evolution and ecology of unisexual vertebrates. New York State Museum, Alabany. Bull. 466: 1–18. Downing A.L., Burns J.R. (1995). Testis morphology and spermatozeugma formation in three genera of viviparous halfbeaks: Nomorhamphus, Dermogenys and Hemirhamphodon (Teleostei: Hemirhamphidae). J. Morphol. 225: 329–343. Eigenmann C.H. (1914). Some results from studies from South American Fishes. Indiana Univ. Bull. 3 Indiana Univ. Studies 20: 19–43. Eloffson H., Van Look K.J.W., Sundell K. Sundh H., Borg B. (2006). Stickleback sperm saved by salt in ovarian fluid. J. Exp. Biol. 209: 4230–4237. Fawcett D.W. (1970). A comparative view of sperm ultrastructure. Biol. Reprod. Suppl. 2: 90–127. Fawcett D.W., Winston A.A., Phillips D.M. (1971). Morphogenetic factors infl uencing the shape of the sperm head. Dev. Biol. 26: 220–252. Gardiner D.M. (1978). Fine structure of the spermatozoon of the viviparous teleost, Cymatogaster aggregata. J. Fish Biol. 13: 435–438. Ginzburg A.S. (1968). Fertilization in Fishes and the Problem of Polyspermy. Acad. Sci. USSR, Moscow. Greven H. (2005). Structural and Behavioral Traits associated with sperm transfer in Paeciliinae: 146–163. W: Viviparous Fishes. Red. Grier H.J., Uribe M.C. New Life Publica-tions, Homestead Florida. Grier H.J. (1973). Ultrastructure of the testis in the teleost Poecilia latipinna. Spermiogenesis with reference to the intercentriolar lamellated body. J. Ultrastruct. Res. 45: 82–92. Grier H.J. (1975a). Aspects of germinal cysts and sperm development in Poecilia latipinna (Teleostei: Poeciliidae). J. Morphol. 146: 229–250. Grier H.J. (1975b). Spermiogenesis in the teleost Gambusia affi nis with particular reference to the role played by microtubules. Cell Tiss. Res. 165: 89–102. Grier H.J. (1981). Cellular organization of the testis and spermatogenesis in fi shes. Amer. Zool. 21: 345–357. Grier H.J. (1984). Testis struture and formation of spermatophores in the atherinomoprh teleost Horaichthys setnai. Copeia 1984: 833–839. Grier H.J., Collette B.B. (1987). Unique spermatozeugmata in the testis of halfbeaks of the genus Zenarchopterus (Teleostei: Hemiramphidae). Copeia 1987: 300–311. Grier H.J., Fitsimons J.M., Linton J.R. (1978). Structure and ultrastructure of the testis and sperm formation in goodeid teleosts. J. Morphol. 156: 419–438. Grier H.J., Moody D.P., Cowell B.C. (1990). Internal fertilization and sperm morphology in the brook silverside Labidesthes sicculus (Cope). Copeia 1990: 221–226. Gross M.R., Shine R. (1981). Parenta care and mode of fertilization in ectothermic vertebrates. Evolution 35: 775–795. Hoar W.S. (1969). Reproduction: 1–72. W: Fish Physiology. Vol. III. Reproduction and Gro-wth, Bioluminescence, Pigments and Poisons. Red. Hoar W.S., Randall J.J. Academic Press, New York. Hogan A. E., Nicholson J.C. (1987). Sperm motility of sooty grunter, Hephaestus fuliginosus (Macleay), and jungle perch, Kuhlia rupestris (Lacepede), in different salinities. Aust. J. Mar. Freshw. Res. 38: 523–528. Hogart P.J. (1976). Viviparity. Studies in Biology. 75. Arnold. London. Ito S., Karnovsky M. J. (1968). Formaldehyde glutaraldehyde fixatives containing trinitro compounds. J. Cell Biol. 36: 168. Jamieson B.G.M. (1991). Fish Evolution and Systematics: Evidence from Spermatozoa. Cambridge Univ. Press, Cambridge. Jamieson B.G.M. (2009). Ultrastructure of Spermatozoa: Acanthopterygii Continued: Percomorpha: 503–684. W: The Reproductive Biology and Phylogeny in Fishes. Vol. I. Red. Jamieson B.G.M. Science Publishers, Enfi eld (NH). Janvier P. (2002). Early Vertebrate.Clarendon Press, Oxford. Jasiński A. (1966). Żyworodność u ryb kostnoszkieletowych. Przegl. Zool. 3: 272–285. Javonillo R., Burns J.R., Weitzman S.H. (2007). Reproductive morphology of Brittanichthys axelrodi (Teleostei: Characidae), a miniature inseminating fish from South America. J. Morphol. 268: 23–32. Javonillo R., Burns J. R.,Weitzman S.H. (2009). Sperm modifications related to insemination, with examples from the Ostariophysi: 723–763. W: The Reproductive Biology and Phylogeny in Fishes. Vol. I. Red. Jamieson B.G.M. Science Publishers, Enfi eld (NH). Kiernan J. A. (1990). Histological and Histochemical Methods: Theory and Practice. Pergamon Press, NY. Koya Y., Takano K., Takahashi H. (1993). Ultrastructural observation on sperm penetraction in the egg of elkhorn sculpin, Alcichthys alcicornis showing internal gametic association. Zool. Sci. (Tokyo) 10: 93–101. Koya Y., Munehara H., Takano K. (2002). Sperm storage and motility in the ovary of the marine sculpin Alcichthys alcicornis (Teleostei: Scorpaeniformes), with internal gametic as-sociation. J. Exp. Zool. 292: 145–155. Kutaygil N. (1959). Insemination, sexual differentiation and secondary sex characters in Stevardia albipinnis Gill. Hidriobiol. Univ. Istanbul Fen Fak. Mecumuasi Ser. B 24: 93–128. Lahnsteiner F., Patzner R. A. (1998). Sperm motility of the marine teleost Boops boops, Diplodus sargus, Mullus barbatus and Trachurus mediterraneus. J. Fish Biol. 52: 726–742. Lahnsteiner F., Patzner R.A. (1999). Characterization of spermatozoa and eggs of the rabbi-tfish. J. Fish Biol. 55: 820–835. Lahnsteiner F., Patzner R.A. (2007). Sperm morphology and ultrastructure in fi sh. W: Fish Spermatology. Red. Alavi S.M.H., Cosson J., Coward K., Rafiee G. Alfa Science Int. Ltd, Oxford. Lahnsteiner F., Berger B., Weismann T., Patzner R. A. (1996). Changes in morphology, physiology, metabolism, and fertilization capacity of rainbow trout semen following cryopreservation. Progr. Fish Cult. 58: 149–159. Leung L. (1988). Ultrastructure of the spermatozoon of Lepidogalaxias salamandroides and its phylogenetic significance. Gamete Res. 19: 41–49. Long J.A., Trinajstic K., Young G.C., Senden T. (2008). Live birth in the Devonian period. Nature 453: 650–652. Long J.A., Trinajstic K., Johanson Z. (2009). Devonian arthrodire embryos and the origin of the internal fetrilization in vertebrates. Nature 457: 1124–1127. Malabarba L.R., Weitzman S. H. (2000). New genus and species of inseminating fi sh (Teleostei: Cheirodontinae: Compsurini) from South America with uniquely derived caudal fin dermal papillae. Proc. Biol. Soc. Wash. 113: 269–283. Mattei X. (1970). Spermiogenèse comparée des poisons. W: Comparative Spermatology: 57–69. Red. Baccetti B. Academic Press, NY. McIntosh J.R., Porter K.R. (1967). Microtubules in the spermatids of the domestic towl. J. Cell Biol. 35: 153–173. Meisner A.D. (2005). Male modifications associated with insemination in teleosts: 165–190. W:Viviparous Fishes. Red. Grier H.J., Uribe M.C. New Life Publications, Homestead Florida. Meisner A.D., Burns R.J., Weitzman S.H. Malabarba L.R. (2000). Morphology and histology of the male reproductive system in two species of internally inseminating South America catfi shes, Trachelyopterus lucenai and T. galeatus (Teleostei: Auchenipteridae). J. Morphol. 246: 131–141. Menezes N.A., Weitzman S.H. (1998). Two new species of Mimagoniates (Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae), their phylogeny and biogeogrphy and key to the glandulocaudin fishes of Brazil and Paraguay. Proc. Biol. Soc. Wash. 103: 380–426. Mirande J.M. (2009). Weighted parsimony phylogeny of the family Characidae (Teleostei: Characiformes). Cladistics 25: 1–40. Molony B.W., Sheaves M.J. (2001). Challenges of external insemination in a tropical sparid fi sh, Acanthopagrus berda. Env. Biol. Fishes 61: 65–71. Moore H., Dvorakowva K., Jenkins N., Breed W. (2002). Exeptional sperm cooperation in the wood mouse. Nature 418: 174–177. Moreira J.R., Clarke J.R., MacDonald D.W. (1997). The testis of capybaras (Hydrochoerus hudrochaeri). J. Mamm. 78: 1096–1100. Munehara H., Takano K., Koya Y. (1989). Internal gametic association and external fertilization in the elkhorn sculpin, Alcichthys alcicornis. Copeia 1989: 673–678. Munehara H., Okamato H., Shimazaki K. (1990). Paternity estimated by isozyme variation in the marine sculpin Alcichthys alcicornis (Pisces: Cottidae) exhibiting copulation and paternal care. J. Ethol. 8: 21–24. Munehara H., Takano K., Koya Y. (1991). The little dragon sculpin, Blepsias cirrhosus, another case of internal gametic association and external fertilization. Japan J. Ichthyol. 37: 391–393. Neff B.D., Peng F., Gros M. (2002). Sperm investment and alternative mating tactics in bluegill sunfish (Lepomis macrochirus). Behav. Ecol. 14: 634–641. Nelson J.S. (1994). Fishes of the World. 4th Edit. John Wiley and Sons. NY. Nelson K. (1964). Behavior and morphology in the glandulocaudine fi shes (Ostariophysi, Characidae). Univ. Califoria Publ. Zool. 75: 59–152. Nielsen J.G. (1984). Two new, abyssal barathronus sp. from the North Atlantic (Pisces: Aphyonidae). Copeia 1984: 579–584. Oliveira L.C. de, Burns J.R., Malabarba L.R. Weitzman S.H. (2008). Sperm ultrastrucure in the inseminating Macropsobrycon uruguyanae (Teleostei: Characidae: Cheirodontinae) J. Morphol. 269: 691–697. Parenti L.R. (1981). A phylogenetic and biogeographic analysis of cyprinodontiform fi shes (Teleostei: Atherinomorpha). Bull. Amer. Mus. Nat. Hist. 168: 335–557. Parenti L.R. (1989). A phylogenetic revision of the phallostethid fi shes (Atherinomorpha, Phallostethidae). Proc. Calif. Acad. Sci. 46: 243–277. Parenti L.R., Grier H.J. (2004). Evolution and Phylogeny of Gonad Morphology in Bony Fishes. Integr. Com. Biol. 44: 333–348. Parker G.A. (1970). Sperm competition and its evolutionary consequences in the insects. Biol. Rev. 45: 525–567. Pecio A. (1994). Taksonomiczne i adaptacyjne aspekty ultrastrukturalnego zrżnicowania plemnik ryb kostnopromienistych Actinopterygii i wspłczesnych bezżuchwowc, Agnatha. Przegl. Zool. 3–4: 239–252. Pecio A. (1996). Adaptacje do zapłodnienia wewnętrznego w strukturze gonady męskiej i ultrastrukturze plemnika Mimagoniates barberi Regan 1907 (Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae). Praca doktorska. UJ, Krak. Pecio A. (2001). Ewolucja żyworodności wśr ryb (Pisces). Przegl. Zool. 1–2: 29–47. Pecio A. (2003). Spermiogenesis and fine structure of the spermatozoon in a headstander, Chilodus punctatus (Teleostei, Characiformes, Anostomidae). Folia biol. (Krak) 51: 55–62. Pecio A., Rafiński J. (1994). Structure of the testis, spermatozoa and spermatozeugmata of Mimagoniates barberi Regan, 1907 (Teleostei: Characidae), an internally fertilizing, oviparous fish. Acta Zool. (Stockholm) 75: 179–185. Pecio A., Rafiński J. (1999). Spermiogenesis in Mimagoniates barberi (Teleostei: Ostariophy-si: Characidae), an oviparous, internally fertilizing fish. Acta Zool. (Stockholm) 80: 35–45. Pecio A., Rafiński J. (2001). Spermatozeugmata formation in Mimagoniates barberi (Teleostei: Characidae). J. Morphol. 248: 270. Pecio A., Lahnsteiner F., Rafiński J. (2001). Ultrastructure of the epithelial cells in the aspermatogenic part of the testis in Mimagoniates barberi (Teleostei: Characidae: Glan-dulocaudinae) and the role of their secretions in spermatozeugmata formation. Ann. Anat.183: 427–435. Pecio A., Burns J.R.,Weitzman S.H. (2005). Sperm and spermatozeugma ultrastructure in the inseminating species Tyttocharax cochui, T. tambopatensis and Scopaeocharax rhinodus (Pisces:Teleostei: Characidae: Glandulocaudinae: Xenurobryconini). J. Morphol. 263: 216–226. Pecio A., Burns J.R., Weitzman S.H. (2007). Comparison of spermiogenesis in the externally fertilizing Hemigrammus erythrozonus, Durbin 1909 and the inseminating Corynopoma riisei, Gill 1858 (Teleostei: Characiformes: Characidae). Neotropical Ichthyol. 4: 457– 470. Pecio A., Burns J.R., Grier H.J. Testis structure, spermiogenesis and spermatozoon ultrastructure in a four-eyed fi sh, Anableps anableps L. 1758 (Teleostei: Atherinomorpha: Cy-prinodontiformes: Anablepidae). W: Viviparous Fishes II Book. Red. Grier H.J., Uribe M.C. New Life Publications, Homestead (w druku). Petersen C.W., Warner R.R. (1998). Sperm competition in Fishes: 43–458. W: Sperm Competition and Sexual Selection. Red. Birkhead T.R., Moller A.P. Academic Press. Pough F.H., Janis C.M., Heiser J.B. (2007). Vertebrate Life. 7th ed. Pearson Education Ltd. London. Purcell E. (1977). Life at low Reynolds number. Amer. J. Physisc. 45: 3–10. Purnell M.A. (2001). Scenarios, selection and the ecology of early vertebrates. W: Major Events in Early Vertebrate Evolution. Paleontology, phylogeny, genetics and development. Red. Ahlberg P.E. Taylor and Francis Inc., NY. Pusey B.J., Stewart T. (1989). Internal fertilization in Lepidogalaxias salamandroides Mees (Pisces: Lepidogalaxidae). Zool. J. Linn. Soc. 97: 69–79. Quintero-Hunter I., Grier H., Muscato M. (1991). Enhancement of histological detail using metanil yellow as counterstain in periodic acid Schiff’s hematoxylin staining of glycol methacrylate tissue sections. Biotech. Histochem. 66: 169–172. Regan C.T. (1907). Description oft he two new characinid fishes from South America. Ann. Mag. Nat. Hist. 20: 402–403. Reznick D.N., Mateos M., Springer M.S. (2002). Independent origins and rapid evolution of the placenta in the fi sh genus Poeciliopsis. Science 298: 1018–1020. Romagosa E., Narahara M.Y., Borella M.I., Parreira S.F., Fenerich-Verani N. (1999). Ultra-structure of the germ cells in the testis of matrinxã, Brycon cephalus (Teleostei, Chara-cidae). Tissue Cell 31: 540–544. Sakakura Y., Soyano K., Noakes D.L.G., Hagiwara A. (2006). Gonadal morphology in the self-fertilizing killifi sh, Kryptolebias marmoratus. Ichthyol. Res. 83: 427–430. Sadovy de Mitcheson Y., Liu M. (2008). Functional hermafroditism in teleosts. Fish and Fisheries 9: 1– 43. Saperas N., Ribes E., Buesa C., Garcia-Hegart F., Chiva M. (1993). Differences in hromatin condensation during spermiogenesis in two species of fish with distinct protamines. J. Exp. Zool. 265: 185–194. Stockley P., Gage M.J.G. Parker G.A., Moller A.P. (1997). Sperm competition in fi shes: the evolution of the testis size and ejaculate characteristics. Amer. Nat. 149: 933–954. Turner B.J., Davis W.P., Taylor D.S. (1992). Abundant males in population of selfi ng hermapfrodite fi sh, Rivulus marmoratus, from some Belize cays. J. Fish Biol. 40: 307–310. Turcotte M.M., Pires M.N., Vrijenhoek R.C., Reznick D.N. (2008). Pre- and post-fertilization materanl provisioning in livebearing fish species and their hybrids (Poeciliidae: Poeci-liopsis). Func. Ecol. 22: 1118–1124. Uribe M.C., De la Rosa-rus G. Garcia-Alarcon A. (2005). The ovary of viviparous teleosts. Differences between the ovaries of Goodea atripinnis and Ilyodon whitei (Goodeidae): 217–235. W: Viviparous Fishes. Red. Grier H.J., Uribe M.C. New Life Publications, Homestead Florida. Veríssimo-Silveira R., Gusmão-Pompiani P., Vicentini C. A., Quagio-Grassiotto I. (2006). Spermiogenesis and spermatozoa ultrastructure in Salminus and Brycon, two primitive genera in Characidae (Teleostei: Ostariophysi: Characiformes). Acta Zool. (Stockholm) 87: 305–313. Vladić T., Järvi T. (1997). Sperm motility and fertilization time span in Atlantic salmon and brown trout- the effect of water temperature. J. Fish. Biol. 50: 1088–1093. Vladić T., Afzelius B., Bronnikov G.E. (2002). Sperm quality as reflected through morphology in salmon alternative life histories. Biol. Reprod. 66: 98–105. Von Ihering R. 1937. Oviductal fertilization in the South American catfi sh, Trachycorystes. Copeia: 201–205. Weitzman S.H., Fink S.V. (1985). Xenurobryconin phylogeny and putative pheromone pumps in glandulocaudine fishes (Teleostei: Characidae). Smithsonian Contributions to Zoology 42:1–121. Weitzmann S.H., Vari R.P. (1988). Miniaturization in South American freshwater fi shes; an overview and discussion. Proc. Biol. Soc. Wash.101: 444–465 Weitzman S.H., Menezes N.A. (1998). Relationships of the tribes and genera of the Glandulocaudinae (Ostariophysi: Characiformes: Characidae) with a description of a new genus Chrysobrycon: 159–180. W: Phylogeny and Classification of Neotropical Fishes. Red. Malabarba L.R., Reis R.E., Vari R.P., Lucena Z.M.S. Lucena C.A.S. Porto Alegre, Edipucrs, Brazil. Weitzman S.H., Menezes N.A., Evers H.G., Burns. J.R. (2005). Putative relationships among inseminating and externally fertilizing characids, with a description of a new genus and species of Brazilian inseminating fish bearing an anal-fin gland in males (Characifor-mes: Characidae). Neotrop. Ichthyol. 3: 329–360. Wourms J.P. (1981). Viviparity: the maternal-fetal relationship in fishes. Amer. Zool. 21: 473– 515. Wourms J.P., Lombardi J. (1992). Reflections on the evolution of piscine viviparity. Amer. Zool. 32: 276–293. Wourms J.P., Grove B.D., Lombardi J. (1988). The maternal-embryonic relationship in viviparous fishes: 1–134. W: Fish Physiology. Vol. XIB. Red. Hoar W.S., Randall D.J. Academic Press, San Diego. Załachowski W. (1997). Ryby. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa. 9. OBJAŚNIENIA DO TABLIC Wykaz skr do opisu tablic GMA – materiał zatopiony w metakrylanie glikolu (ang. glycol methacrylate) MB+A – barwienie skrawk płcienkich błękitem metylenowym i azurem (ang. Methylene blue + Azur II) MT – barwienie trbarwne wg modyfikacji Massonsa (ang. Masson’s trichrome) MY – żłcień metanilowa (ang. Metanil Yellow) PAS – reakcja kwasu nadjodowego z odczynnikiem Schiffa TEM – zdigitalizowane elektronogramy z mikroskopu elektronowego transmisyjnego (ang. transmission electron microscope) SEM – fragmenty rozłamanych powierzchni gonad z mikroskopu elektronowego skaningowego (ang. scanning electron microscope) FIGURE LEGENDS Abbreviations used GMA – material fixed in glycol methacrylate MB+A – semithin sections stained with Methylene blue + Azur MT – slides stained with Masson’s trichrome MY – slides stained with Metanil Yellow PAS – slides stained with periodic acid/Schiff reagent technique TEM – transmission electron microscopy SEM – scanning electron microscopy Tablica 1. Struktura jądra przedstawicieli Glandulocaudinae A. Schemat morfologicznej budowy jądra przedstawia podział jądra na część dogłowową – spermatogeniczną (odpowiadającą zdjęciu B) i doogonową – aspermatogeniczną (odpowiadającą zdjęciu C) oraz przew głny wyprowadzający (odpowiadajacy zdjęciu D). B. Fragment części spermatogenicznej jądra Glandulocauda melanogenys z cystami utworzonymi przez komki Sertolego (KS) i zawierającymi komki w rżnych stadiach spermatogenezy (sg – spermatogonia, sc – spermatocyty, sd – spermatydy) oraz wolne plemniki (pl). TA – tunica albuginea, osłonka jądra. SEM. Skala 100 μm. C. Fragment aspermatogenicznej części jądra Mimagoniates rheocharis w miejscu przewężenia zawierającym wolne plemniki (pl) w części centralnej oraz formujące się pakiety plemnik (sz) w peryferyjnej części jądra. TA – tunica albuginea, osłonka jądra. SEM. Skala 100 μm. D. Fragment aspermatogenicznej części jądra w odcinku doogonowym Mima-goniates barberi zawierający wyłącznie pakiety plemnik w formie zeugm (sz) wrzecionowatych i jednostronnych. SEM. Skala 100 μm (Pecio i Rafiński 1999, zmienione). Figure 1. Testis structure in species of Glandulocaudinae A. Schematic drawing of testis structure divided into anterior spermatogenic part, aspermatogenic part, and main duct, corresponding to Figs. 1B, C and D, respectively. B. Spermatogenic part of testis of Glandulocauda melanogenys showing sperma-tocysts, whose walls are formed by Sertoli cells (KS), containing cells in various stages of spermatogenesis (sg – spermatogonia, sc – spermatocytes, sd – sperma-tids) and free spermatozoa (pl). TA – tunica albuginea . SEM. Scale bar 100 μm. C. Aspermatogenic part of testis of Mimagoniates rheocharis with free spermatozoa (pl) in the central region and aggregations of spermatozoa at the periphery (sz). TA – tunica albuginea. SEM. Scale bar 100 μm. D. Two type of spermatozeugmata (sz) in main duct of testis of Mimagoniates barberi. SEM. Scale bar 100 μm (Pecio & Rafiński 1999). Tablica 1 Tablica 2. Struktura jądra przedstawicieli Stevardiinae A. Fragment części spermatogenicznej jądra Corynopoma riisei z cystami utworzonymi przez komki Sertolego (KS), zawierającymi komki w rżnych stadiach spermatogenezy (sg – spermatogonia, scI – spermatocyty I-rzędowe, scII – spermatocyty II-rzędowe), spermatydy (sd) w rżnych stadiach spermiogenezy oraz wolne plemniki (pl). SEM. Skala 100 μm. B. Wolne plemniki (pl) tworzące strumień rnolegle uporządkowanych głwek w aspermatogenicznej części jądra Corynopoma riisei. SEM. Skala 5 μm. C. Fragment jednego z kanalik spermatogenicznej części jądra Tyttocharax cochui zawierającego na obrzeżach cysty z komkami w rżnych stadiach spermatogenezy oraz spermatydy i tworzące się zeugmy (strzałka). Centralna część kanalika wypełniona jest wyłącznie jednostronnymi spermatozeugmami (sz). SEM. Skala 100 μm. D. Fragment kanalika aspermatogenicznej części jądra Tyttocharax tambopatensis wypełnionego jednostronnymi zeugmami (sz). SEM. Skala 50 μm. E. Fragment spermatogenicznej części jądra Xenurobrycon macropus z cystami zawierającymi pźne spermatydy (sd) oraz tworzące się ogromne zeugmy (sz) jednostronne w końcowej fazie spermiogenezy. SEM. Skala 50 μm. F. Fragment aspermatogenicznej części jądra Xenurobrycon macropus zawierającej wyłącznie olbrzymie zegmy jednostronne (sz). SEM. Skala 100 μm. Figure 2. Testis structure in species of Stevardiinae A. Spermatogenic part of testis of Corynopoma riisei with spermatocysts, whose walls are formed by Sertoli cells (KS), containing the cells in variouss stages of spermatogenesis (sg – spermatogonia, scI – primary spermatocytes, scII – sec-ondary spermatocytes, sd – spermatids) and free spermatozoa (pl). TA – tunica albuginea. SEM. Scale bar 100 μm. B. Free spermatozoa (pl) forming flowing patterns of parallel aligned sperm heads in the aspermatogenic part of testis of Corynopoma riisei. SEM. Scale bar 5 μm. C. Fractured tubule in the spermatogenic part of testis of Tyttocharax cochui con-taining spermatids and nearly complete spermatozeugmata within the spermatocysts (arrow) just prior spermation and fully formed spematozeugmata (sz) in the lumen. SEM. Scale bar 100 μm. D. Spermatozeugmata (sz) in lumen of tubule in spermatogenic part of testis of Tyttocharax tambopatensis. SEM. Scale bar 50 μm. E. Fractured spermatogenic part of testis of Xenurobrycon macropus showing spermatocysts containing late spermatids (sd) and spermatozoa (sz) just prior spermiation. SEM. Scale bar 50 μm. F. Spermatozeugmata (sz) in the aspermatogenic part of testis of Xenurobrycon macropus. SEM. Scale bar 100 μm. Tablica 2 Tablica 3. Tworzenie się zeugm w aspermatogenicznej części jądra u przedstawicieli Glanulocaudinae A. Wolne plemniki (pl) wypełniające światło kanalik aspermatogenicznej części jądra Mimagoniates sylvicola. SEM. Skala 5 μm. B. Wolne plemniki (pl) i sekrecja (s) w świetle kanalika aspermatogenicznej części jądra Mimagoniates barberi. Komki nabłonka jednowarstwowego walcowatego posiadające obfi tą szorstką siateczkęśrplazmatyczną (rer) wokł jądra komkowego (J) tworzą w szytowej części liczne wypustki wnikające między plemniki. TEM. Skala 5 μm (Pecio et al. 2001; zmodyfi kowane). C. Komka nabłonkowa wyściełająca kanaliki aspermatogenicznej części w rejonie peryferycznym jądra zawierająca w cytoplazmie obszary obfite w szorstką siateczkęśrplazmatyczną (rer), liczne aparaty Golgiego (AG) oraz pęcherzyki z sekrecją (s), uwalnianą (strzałka) do światła (L) kanalika. bl – błona podstaw-na. TEM. Skala 1 μm. D. Przekr poprzeczny przez plemniki (pl) Mimagoniates barberi otoczone włnistą sekrecją (s) w świetle kanalik aspermatogenicznej części jądra. TEM. Skala 1μm. E. Przekr podłużny przez witkę (w) w kanalikach aspermatogenicznej części jądra Mimagoniates barberi otoczoną włnistą sekrecją (s). TEM. Skala 0.5 μm. Figure 3. Spermatozeugma formation in aspermatogenic part of testis in rep-resentatives of Glandulocaudinae A. Free spermatozoa (pl) in lumen of aspermatogenic part of testis of Mimagoniates sylvicola. SEM. Scale bar 5 μm. B. Lumen of tubule in anterior region of aspermatogenic part of testis of Mima-goniates barberi. Columnar epithelial cells, containing abundant rough endoplasmic reticulum (rer) surrounding the nucleus (J), line the lumen. Long processes on the apical surfaces of these cells project into the tubule lumen that is fi lled with secretion (s) and free spermatozoa (pl). TEM. Scale bar 5 μm (Pecio et al. 2001, modifi ed). C. Epithelial cell in the peripheral zone of aspermatogenic part of testis of Mim-agoniates barberi with cytoplasm rich in rough endoplasmic reticulum (rer), stacks of Golgi complexes (AG) and secretory vesicles(s) releasing secretion (arrow) into the lumen (L). bl – basal lamina. TEM. Scale bar 1 μm. D. Fibrous secretion(s) interspersed with transversely sectioned spermatozoa (pl) in testis of Mimagoniates barberi. TEM. Scale bar 1 μm. E. Fibrous secretion (s) along with longitudinally sectioned fl agella (w). TEM. Scale bar 0.5 μm. Tablica 3 Tablica 4. Tworzenie się zeugm w aspermatogenicznej części jądra u przedstawicieli Glanulocaudinae A. Tworzące się agregacje plemnik i spermatozeugm (sz) otoczone sekrecją (s) w peryferyjnym rejonie aspermatogenicznej części jądra Mimagoniates late-ralis. SEM. Skala 50 μm. B. Światło (L) kanalika w peryferyjnym rejonie aspermatogenicznej części jądra Mimagoniates inequalis wypełnione sekrecją (s) oraz tworzącymi się zeugmami (sz). w – witki plemnik w zeugmach. TEM. Skala 5 μm. C. Agregacje plemnik (pl) pokazujące spos organizacji plemnik w zeug-mach wrzecionowatych (obrys) i jednostronnych (gwiazdka) u Lophiobrycon weitzmani. SEM. Skala 25 μm. D. Duże zeugmy wrzecionowate (sz) o zrżnicowanej wielkości oraz małe zeug-my jednostronne (strzałka) w głnym przewodzie wyprowadzającym jądra Mimagoniates barberi. SEM. Skala 200 μm. Figure 4. Spermatozeugma formation in spermatogenic part of testis in representatives of Glandulocaudinae A. Sperm aggregations with secretion (s) and spermatozeugmata (sz) in peripheral zone of aspermatogenic part of testis of Mimagoniates lateralis. SEM. Scale bar 50 μm. B. Lumen (L) of tubules in peripheral zone of aspermatogenic part of testis of Mimagoniates inequalis filled with secretion (s) among spermatozeugmata (sz). w – fl agella. TEM. Scale bar 5 μm. C. Spermatozoa (pl) aggregating into one-sided (star) and spindle shaped (con-tour) spermatozeugmata in Lophiobrycon weitzmani. SEM. Scale bar 25 μm. D. Spindle shaped (sz) and one-sided (arrow) spermatozeugmata in main testis duct of Mimagoniates barberi. SEM. Scale bar 200 μm. Tablica 4 Tablica 5. Struktura zeugm w rodzaju Mimagoniates A. Zeugma jednostronna Mimagoniates barberi. Przedni biegun, stanowiący około 1/3 długości zeumy utworzony z rnolegle przylegających głek plemnik (g), w przedłużeniu ktych znajdują sięściśle do siebie przylegające witki (w). SEM. Skala 10 μm. B. Przekr poprzeczny przez przedni biegun zeugmy jednostronnej Mimagoniates barberi. Spłaszczone głki plemnik przekrojone na podobnych poziomach przylegają do siebie bocznymi powierzchniami. Strzałka wskazuje przyleganie błon komkowych sąsiadujących plemnik. Przy każdym przekroju głki plemnika widoczne są wolne witki. TEM. Skala 1 μm. C. Przekr poprzeczny przez tylny biegun zeugmy jednostronnej Mimagoniates barberi. Witki plemnik w zeugmie tworzą układ szeregowy. TEM. Skala 1 μm. D. Przekr podłużny przez przedni biegun zeugmy jednostronnej Mimagoniates barberi. Błony cytoplazmatyczne sąsiadujących głek plemnik wykazują bezpośredni kontakt (strzałka). TEM. Skala 1 μm. E. Zeugma wrzecionowata Mimagoniates barberi, w ktej oba końce utworzone są przez witki plemnik (w) wykazujących dwukierunkowy układ, a centrum tworzą głnie głki (g). SEM. Skala 10 μm. F. Przekr poprzeczny przez zeugmę wrzecionowatą przedstawiający rnole-głe ułożenie głek plemnik, przeciętych na rżnych poziomach. L – światło kanalika. TEM. Skala 5 μm. Figure. 5. Structure of spermatozeugmata in genus Mimagoniates A. One-sided spermatozeugma of Mimagoniates barberi. Anterior part is formed by parallel aligned sperm heads (g), whereas their flagella (w) form the posterior part. SEM. Scale bar:10 μm. B. Transversely sectioned anterior part of a one-sided spermatozeugma of Mima-goniates barberi at the level of sperm heads. Arrow indicates the close alignment of adjacent cell membranes. TEM. Scale bar: 1 μm. C. Transversely sectioned posterior part of a one-sided spermatozeugma of Mim-agoniates barberi showing rows of fl agella. TEM. Scale bar: 1 μm. D. Longitudinally sectioned anterior part of one-sided spermatozeugma of Mim-agoniates barberi showing the close alignment of adjacent cell membranes (arrow) alongside the sperm heads. TEM. Scale bar: 1 μm. E. Spindle-shaped spermatozeugma of Mimagoniates barberi with tapering tips formed by flagella (w), and main part containing sperm heads (g) arranged in both directions. SEM. Scale bar 10 μm. F. Transversely sectioned spindle-shaped spermatozeugma showing the groups of spermatozoa sectioned at different levels. L – tubule lumen. TEM. Scale bar 5 μm. Tablica 5 Tablica 6. Tworzenie się zeugm w spermatogenicznej części jądra u przedstawicieli Stevardiinae A. Agregacje plemnik w cystach pod koniec spermiogenezy w peryferyjnej części kanalik spermatogenicznej części jądra Scopaeocharax rhinodus. g – głki plemnik, sd – spermatydy, w – witki plemnik. SEM. Skala 25 μm. B. Przekr poprzeczny przez wydłużone spermatydy (sd) Scopaeocharax sp. tworzących w końcowej fazie spermiogenezy rnoległy układ przylegających wzajemnie komek. KS – komki Sertolego. TEM. Skala 0,5 μm. C. Przekr poprzeczny przez przedni biegun spermatozeugm w końcowej fazie spermiogenezy (I), przed spermiacją (II) i w świetle kanalik spermatogenicznej (III) części jądra Tyttocharax cochui. KS – komki Sertolego, sd – spermatydy. TEM. Skala 0,5 μm (Pecio et al. 2005 zmienione). D. Przekr poprzeczny przez tylny biegun zeugmy utworzonej przez szeregowo ułożone witki plemnik Tyttocharax cochui, pomiędzy ktymi jest obecna substancja spajająca. Skala 0,5 μm. Figure 6. Spermatozeugma formation in the spermatogenic part of the testis in representatives of Stevardiinae A. Spermatid aggregations (sd) in the final stage of spermiogenesis in testis of Scopaeocharax rhinodus. g – sperm heads, w – fl agella. SEM. Scale bar 25 μm. B. Transverse sections of spermatids (sd) in the final stage of spermiogenesis showing parallel arrangement of cells within the cyst in testis of Scopaeocharax sp. KS – Sertoli cells. TEM. Scale bar 0.5 μm. C. Transverse sections through spermatozeugmata just prior to spermiation (I, II) and afterwards within the lumen (III) of a tubule in the spermatogenic part of the testis of Tyttocharax cochui. KS – Sertoli cells, sd – spermatids. TEM. Scale bar 0.5 μm. (Pecio et al. 2005, modifi ed). D. Transverse sections through posterior part of spermatozeugma of Tyttocharax cochui showing rows of flagella associated with electron-dense material. TEM. Scale bar 0.5 μm. Tablica 6 Tablica 7. Struktura zeugm jednostronnych przedstawicieli rodzajScopaeocharax i Tyttocharax A. Zegmy jednostronne Scopaeocharax rhinodus. Biegun przedni, stanowiący około 1/2 długości zeugmy, tworząściśle przylegające głki plemnik (g), w przedłużeniu ktych znajdują się witki (w). SEM. Skala 10 μm. B. Zegmy jednostronne Tyttocharax cochui. Biegun przedni, stanowiący około 4//5 długości zeugmy, tworząściśle przylegające głki plemnik (g), w prze-dłużeniu ktych znajdują się witki (w). SEM. Skala 10 μm. C. Zegmy jednostronne Tyttocharax tambopatensis. Biegun przedni, stanowiący około 2/3 długości zeugmy, tworząściśle przylegające głki plemnik (g), na przedłużeni ktych znajdują się witki (w). SEM. Skala 5 μm. D. Przekr poprzeczny przez przedni biegun zeugmy jednostronnej Scopaeocharax rhinodus. Głki plemnik tworzące zewnętrzną powierzchnię zeugmy wykazują układ kolisty przylegając do siebie bocznymi powierzchniami za pomocą materiału spajającego. Otaczają one kilkadziesiąt plemnik o mniej regularnym kolistym układzie. Witki, biegnące wzdłuż głek plemnik, na przednim biegunie znajdują się wewnątrz kolistego układu głek. TEM. Skala 1 μm. E. Przekr poprzeczny przez przedni biegun zeugmy jednostronnej Tyttocharax tambopatensis. Głki plemnik tworzą układ kolisty przylegając do siebie bocznymi powierzchniami za pomocą materiału spajającego. Witki plemnik biegnące wzdłuż głek, zachowują pozycję wewnątrz kolistego układu głek. TEM. Skala 0.5 μm. F. Fragment zeugmy z materiałem spajającym (strzałki) głki plemnik u Tyttocharax tambopatensis.TEM. J – jądro plemnik, m – mitochondria. Skala 1 μm. Figure 7. Structure of spermatozeugmata in the genera Scopaeocharax and Tyttocharax A. Spermatozeugmata of Scopaeocharax rhinodus showing the highly structured sperm bundles packed with sperm heads (g) in the anterior part and fl agella (w) in the posterior part. SEM. Scale bar 10 μm. B. Spermatozeugmata of Tyttocharax cochui showing the highly structured sperm bundles packed with sperm heads (g) in the anterior part and flagella (w) in the posterior part. SEM. Scale bar 10 μm. C. Spermatozeugmata of Tyttocharax tambopatensis showing the highly structured sperm bundles packed with sperm heads (g) in the anterior part and fl agella (w) in the posterior part. SEM. Scale bar 5 μm. D. Transverse section through anterior portion of a single spermatozeugma of Scopaeocharax rhinodus. Sperm nuclei are located around the periphery of the anterior part, while the core consists of concentric rings of nuclei interspersed with fl agella. TEM. Scale bar 1 μm. E. Transeverse section through anterior part of single spermatozeugma of Tyttocharax tambopatensis. Sperm heads form the outer ring while the core consists both of sperm heads and fl agella. TEM. Scale bar 0.5 μm. F. Peripheral region of a transverse section through spermatozeugma of Tyttocharax tambopatensis showing nucleus (J), mitochondrion (m) and electrondense material (arrows) between adjacent spermatozoa. Scale bar 1 μm. Tablica 7 Tablica 8. Struktura zeugm przedstawicieli rodzaju Xenurobrycon A. Zeugmy jednostronne (sz) Xenurobrycon macropus. SEM. Skala 50 μm. B. Przekr podłużny przez zeugmy Xenurobrycon macropus przedstawiający organizację plemnik. Szczyty głek plemnik (g) przyczepione są do centralnie zlokalizowanego rdzenia (r) i tworzą układ lekko skośny, przypominający pio konturowe. w – witki. Skrawki płcienkie. MB+A. LM. Skala 50 μm. C. Zeugma jednostronna Xenurobrycon macropus. Na powierzchni szczytowej części zeugmy widoczne są głki plemnik (g), natomiast pozostała powierzchnia zeugmy jest pokryta witkami plemnik (w), kte tworzą także końcowy fragment zeugmy. SEM. Skala 20 μm. D. Szczytowa część zeugm utworzona przez głki plemnik (g) i końcowa przez witki (w). SEM. Skala 20 μm. E. Powierzchnia zeugmy Xenurobrycon macropus pokryta witkami (w) plemnik. SEM. Skala 10 μm. Figure 8. Structure of spermatozeugmata in the genus Xenurobrycon A. Spermatozeugmata (sz) of Xenurobrycon macropus in testis of mature male. SEM. Scale bar 50 μm. B. Longitudinal sections through spermatozeugmata of Xenurobrycon macropus within a sperm duct showing their feather-like appearance. r – core of sperm packet, g – sperm heads, w – flagella. Semithin sections stained with MB + A. LM. Scale bar 50 μm. C. Individual spermatozeugma of Xenurobrycon macropus showing sperm heads (g) only at the anterior end of the packet; flagella (w) cover the remainder of the packet and form a posterior end. SEM. Scale bar 20 μm. D. Anterior ends of three spermatozeugmata (left) showing exposed sperm heads (g), and a single posterior end (right) comprised solely of flagella (w). SEM. Scale bar 20 μm. E. Mid-region of spermatozeugma of Xenurobrycon macropus showing surface covered by flagella (w). SEM. Scale bar 10 μm. Tablica 8 Tablica 9. Reakcje histochemiczne sekrecji komek nabłonkowych (= komek Sertolego) A. Część spermatogeniczna jądra Glandulocauda melanogenys zawierająca wolne plemniki (pl) z PAS-negatywną sekrecją. GMA, PAS-MY. LM. Skala 50 μm. B. Część aspermatogeniczna jądra Glandulocauda melanogenys z wolnymi plemnikami i PAS-pozytywną reakcją sekrecji (s), tworzonej do światła kanalik przez komki nabłonkowe (kn). sz – spermatozeugmy. GMA, PAS-MY. LM. Skala 50 μm. C. Część aspermatogeniczna jądra Corynopoma riisei z „rzekami” wolnych plemnik (pl) i niewielką ilością substancji między nimi. Kn – komki na-błonkowe. GMA, MT. LM. Skala 50 μm. D. Doogonowy fragment aspermatogenicznej części jądra Corynopoma riisei z komkami nabłonka cylindrycznego (kn), tworzącymi sekrecje (s) do światła kanalik, wypełnionych wolnymi plemnikami (pl). W świetle kanalika widoczna kulista agregacja plemnik (ag). MT. LM. Skala 50 μm. E. Fragment aspermatogenicznej części jądra Iotabrycon praecox zawierający wolne plemniki i wydzielinę w formie kropel. Epon. Skrawki płcienkie. MB + A. LM. Skala 50 μm. F. Spermatozeugmy aspermatogenicznej części jądra Xenurobrycon polyancistrus z PAS-pozytywną substancją (s) tworzącą rdzeń spermatozeugm. GMA. PAS-MY. LM. Skala 50 μm. Figure 9. Histochemical reactions of epithelial cell secretions A. Spermatogenic part of testis of Glandulocauda melanogenys with free spermatozoa (pl) showing PAS-negative reaction. GMA, PAS-MY. LM. Scale bar 50 μm. B. Aspermatogenic part of testis of Glandulocauda melanogenys showing PAS-positive reaction of the secretion (s) among the spermatozeugmata (sz). kn – epithelial cells. GMA, PAS-MY. LM. Scale bar 50 μm. C. Aspermatogenic part of testis of Corynopoma riisei with free spermatozoa (pl) and little stainable material within the tubule lumen. kn – epithelial cells. GMA, MT. LM. Scale bar 50 μm. D. Columnar epithelium (kn) lining the tubules of the aspermatogenic part of testis of Corynopoma riisei releases a secretion (s) into lumen, where free spermatozoa and a “sperm aggregate” (ag) are visible. LM. Scale bar 50 μm. E. Tubules of aspermatogenic part of testis of Iotabrycon praecox with free spermatozoa in the lumen along with large, stained “droplets” of secreted material. MB+A. LM. Sale bar 50 μm. F. Spermatozeugmata in the tubule of aspermatogenic part of testis of Xenurobrycon polyancistrus with PAS-positive reaction of the material (s) present in the core of each sperm packet. GMA, PAS-MY. LM. Scale bar 50 μm. Tablica 9 Tablica 10. Pornanie spermatyd z wczesnych etap spermiogenezy u przedstawicieli Characidae z zapłodnieniem zewnętrznym (A–B) i praktykujących inseminację (C–G) A. Spermatyda Hyphessobrycon megalopterus przed rotacją jądra komkowego. Cd – centriola dystalna, cp – centriola proksymalna, J – jądro spermatydy, kc – kanał cytoplazmatyczny, m – mitochondria, strzałka – wgłębienie implantacyjne, w – witka TEM. Skala 1 μm. B. Spermatyda Hyphessobrycon megalopterus w trakcie rotacji (strzałka) jądra (J) względem diplosomu. cd – centriola dystalna. TEM. Skala 1 μm. C. Spermatyda Mimagoniates barberi. W trakcie wydłużania się wzdłuż wzrastającej witki, ktej początkowy odcinek biegnie w kanale cytoplazmatycznym (kc). W trakcie wydłużania się spermatyda zachowuje biegunowy układ: centriole zajmują pozycje na biegunie przednim(cp – centriola proksymalna, cd – centriola dystalna), a mitochondria (m) na tylnym. J – jądro komkowe. TEM. Skala 1 μm (Pecio i Rafiński 1999, zmienione). D. Spermatyda Corynopoma riisei wykazująca wstępny etap procesu rotacji jądra (strzałka) względem diplosomu. cd – centriola dystalna, J – jądro spermatydy, m – mitochondria. TEM. Skala 0.5 μm. E. Spermatydy Scopaeocharax rhinodus w trakcie wydłużania się. Spermatyda w przekroju podłużnym wykazuje szczytowy układ centriol względem jądra (J). cd – centriola dystalna, m – mitochondria, kc – kanał cytoplazmatyczny. TEM. Skala 0.5 μm. F. Ukośny układ centrioli proksymalnej (cp) względem centrioli dystalnej (cd) we wczesnych spermatydach Corynopoma riisei. TEM. Skala 1 μm. G. Rnoległy układ centrioli proksymalnej (cp) względem centrioli dystalnej (cd) we wczesnych spermatydach Scopaeocharax rhinodus. TEM. Skala 0.5 μm. Figure 10. Comparison of spermiogenesis in early stages of spermiogenesis in externally fertilizing (A–B) and inseminating (C–G) characins A. Spermatid before nuclear rotation in Hyphessobrycon megalopterus. cd – distal centriole, cp – proximal centriole, J – nucleus, kc – cytoplasmic canal, m – mitochondrion, arrow – nuclear invagination, w – fl agellum. TEM. Scale bar 1 μm. B. Spermatid in Hyphessobrycon megalopterus during nuclear rotation (white arrow). J – nucleus, cd – distal centriole. TEM. Scale bar 1 μm. C. Spermatid polarized by the position of the centriolar complex situated at one pole and the mitochondria at the opposite pole during spermiogenesis in Mima-goniates barberi. Proximal part of flagellum is located within cytoplasmic ca-nal (kc). cd – distal centriole, cp – proximal centriole. TEM. Scale bar 1 μm (Pecio & Rafiński 1999). D. Spermatid of Corynopoma riisei revealing initial nuclear rotation (arrow). cd – distal centriole, J – nucleus, m – mitochondrion. TEM. Scale bar 0.5 μm (Pecio et al. 2007; modifi ed). E. Sagittally and transversely sectioned spermatids of Scopaeocharax rhinodus during nuclear elongation. Note the uppermost position of both centrioles. J – nucleus , cd – distal centriole, m – mitochondrion, kc – cytoplasmic canal. TEM. Scale bar 0.5 μm. F. The perpendicular arrangement of centrioles in spermatid of Corynopoma riisei. cd – distal centriole, cp – proximal centriole. TEM. Scale bar 1 μm. G. Paralell arangement of centrioles in early spermatids of Scopaeocharax rhinodus. cd – distal centriole, cp – proximal centriole . TEM. Scale bar 0.5 μm. Tablica 10 Tablica 11. Zmiany morfologiczne w strukturze spermatyd podczas procesu wydłużania się i w finalnych stadiach spermiogenezy A. Przekr poprzeczny przez spermatydy Mimagoniates barberi z rzędem mi-krotubul (strzałki) otaczających jądro wydłużonej spermatydy i witką biegnącą w kanale cytoplazmatycznym (kc i strzałka). TEM. Skala 1 μm. B. Przekr podłużny przez spermatydę Mimagoniates barberi z wydłużonym jądrem oraz witką biegnącą wzdłuż jądra w kanale cytoplazmatycznym (kc). Strzałki wskazują mikrotubule otaczające jądro spermatydy, cp – centriola proksymalna, cd – centriola dystalna. TEM. Skala 1 μm. C. Przekr poprzeczny przez spermatydy Corynopoma riisei z witką zlokalizowaną w kanale cytoplazmatycznym (kc i strzałka) na całej długości spermatydy. TEM. Skala 1 μm. D. Przekr podłużny przez spermatydęCorynopoma riisei. cp – centriola prok-symalna, cd – centriola dystalna.TEM. Skala 1 μm. Figure 11. Comparison of spermatids in the genera Mimagoniates and Corynopoma during nuclear elongation A. Transversely sectioned spermatids of Mimagoniates barberi showing micro-tubules (arrows) around the nucleus, and flagellum running within the cytoplasmic canal (kc and arrowhead). TEM. Scale bar 1 μm. B. Longitudinally sectioned spermatid of Mimagoniates barberi showing elongate nucleus, with flagellum running within the cytoplasmic canal (kc) alongside the nucleus. Note the microtubules present around the nucleus (arrows). cd – distal centriole, cp – proximal centriole. TEM. Scale bar 1 μm. C. Tranversely sectioned spermatids of Corynopoma riisei with fl agella located in the cytoplasmic canals (kc and arrowhead) which run along entire length of the nuclei. TEM. Scale bar 1 μm. D. Longitudinally sectioned spermatid of Corynopoma riisei. cd – distal centriole, cp – proximal centriole. TEM. Scale bar 1 μm. Tablica 11 Tablica 12. Finalne stadia spermiogenezy u przedstawicieli Glandulocaudinae i Stevardiinae A. Przekr poprzeczny przez spermatydy Mimagoniates barberi z wolną witką biegnąca wzdłuż jądra po redukcji rękawa cytoplazmatycznego. Strzałka wskazuje otwieranie się kanału cytoplazmatycznego poniżej ciałka bazalnego. TEM. Skala 0,5 μm. B. Przekr poprzeczny przez spermatydy Corynopoma riisei na przednim biegunie z witką w kanale cytoplazmatycznym. TEM. Skala 0,5 μm. C. Przekr poprzeczny przez spermatydy Corynopoma riisei na poziomie bieguna mitochondrialnego z witką w kanale cytoplazmatycznym. TEM. Skala 0,5 μm. D. Przekr poprzeczny przez spermatydy Scopaeocharax sp. ze zredukowanym rękawem cytoplazmatycznym. TEM. Skala 0,5 μm. Figure 12. Comparison of spermatids in the genera Mimagoniates and Corynopoma during the final stages of spermiogenesis A. Transverse sections of spermatids of Mimagoniates barberi during and after reduction (arrows) of the cytoplasmic sleeve. TEM. Scale bar 0.5 μm. B. Late spermatids of Corynopoma riisei transversely sectioned at the anterior pole, showing fl agella running within the cytoplasmic canals. TEM. Scale bar 0.5 μm. C. Spermatids of Corynopoma riisei transversely sectioned at the posterior nuclear and mitochondrial regions, showing flagella within the cytoplasmic canals. TEM. Scale bar 0.5 μm. D. Transversely sectioned spermatids of Scopaeocharax sp. showing free flagella after reduction of the cytoplasmic sleeve. TEM. Scale bar 0.5 μm. Tablica 12 Tablica 13. Organizacja spermatyd w cystach podczas spermiogenezy u przedstawicieli Glandulocaudinae A. Cysty z komkami w rżnych stadiach spermatogenezy (sg – spermatogonia, sc – spermatocyty, sd – spermatydy) oraz uwolnione do światła wolne plemniki (pl) u Lophiobrycon weitzmani. SEM. Skala 25 μm. B. Cysty ze spermatydami (sd) w początkowych stadiach spermiogenezy u Glandulocauda melanogenys. KS – komki Sertoliego. SEM. Skala 25 μm. C. Biegunowy układ spermatyd w trakcie początkowej fazy wydłużania się u Lophiobrycon weitzmani.g – głki spermatyd, w – witki. SEM. Skala 25 μm. D. Biegunowy układ wydłużonych spermatyd w cyście w końcowej fazie spermiogenezy u Glandulocauda melanogenys. g – głki spermatyd, w – witki, pl – plemniki. SEM. Skala 25 μm. Figure 13. Spermatid arrangement within spermatocysts during spermiogenesis in species of Glandulocaudinae A. Spermatocysts containing cells in various stages of spermatogenesis, and free spermatozoa (pl) released into the lumen of the tubules in the spermatogenic part of the testis of Lophiobrycon weitzmani. sg – spermatogonia, sc – spermatocytes, sd – spermatids. SEM. Scale bar 25 μm. B. Spermatids (sd) in early stages of spermiogenesis within spermatocysts of Glandulocauda melanogenys. KS – Sertoli cells. SEM. Scale bar 25 μm. C. Arrangement of spermatids (sd) within spermatocyst at the beginning of nuclear elongation in Lophiobrycon weitzmani. g – heads of the spermatids, w – fl agella. SEM. Scale bar 25 μm. D. Arrangement of late spermatids within spermatocyt before spermiation in Glandulocauda melanogenys. g – heads of spermatids, w – flagella, pl – spermatozoa. SEM. Scale bar 25 μm. Tablica 13 Tablica 14. Morfologiczna budowa plemnik u przedstawicieli Glandulocaudinae i Stevardiinae A. Plemnik Mimagoniates barberi. SEM. Skala 10 μm. B. Plemniki Glandulocauda melanogenys z wolną witką biegnącą wzdłuż głki. Skala 2 μm. C. Plemniki Corynopoma riisei. SEM. Skala 2 μm. D. Plemniki Chrysobrycon hesperus z witką otoczona rękawem cytoplazmatycznym poniżej regionu mitochondrialnego. SEM. Skala 2 μm. E. Plemniki Argopleura magdalensis z witką otoczona rękawem cytoplazmatycznym poniżej regionu mitochondrialnego. SEM. Skala 2 μm. F. Plemniki Xenurobrycon macropus z witka uwolnioną z kanału cytoplazmatycznego poniżej ⅓ długości głki. SEM. Skala 2 μm. G. Plemniki Scopaeocharax rhinodus z witką uwolnioną z przestrzeni kanału cytoplazmatycznego w szczytowej części głki. SEM. Skala 2 μm. Figure 14. Spermatozoa of species of Glandulocaudinae and Stevardiinae (SEM) A. Spermatozoon of Mimagoniates barberi. Scale bar 10 μm. B. Spermatozoa of Glandulocauda melanogenys. Scale bar 2 μm. C. Spermatozoa of Corynopoma riisei. SEM. Scale bar 2 μm. D. Spermatozoa of Chrysobrycon hesperus with visible cytoplasmic sleeve ending below the mitochondria region. Scale bar 2 μm. E. Spermatozoa of Argopleura magdalensis with visible cytoplasmic sleeve ending below the mitochondria region. Scale bar 2 μm. F. Spermatozoa of Xenurobrycon macropus with flagellum located within the cytoplasmic canal only at the anterior pole of the sperm head. Scale bar 2 μm. G. Spermatozoa of Scopaeocharax rhinodus with free flagellum alongside the entire length of the sperm head. Scale bar 2 μm. Tablica 14 Tablica 15. Schemat spermiogenezy i ultrastruktury plemnika Corynopoma riisei Figure. 15. Schematic drawing of spermiogenesis and sperm ultrastructure in Corynopomaa riisei Tablica 15 Tablica 16. Kladogram przedstawiający pojawianie się zmienionych cech plemnik typu introsperm u przedstawicieli Glandulocaudinaei Stevardiinae oraz „incertae sedis” w odniesieniu do pierwotnych plemnik typu aquasperm (Wytłuszczoną czcionką oznaczono gatunki, dla ktych ultrastruktura plemnika została opisana przez autorkę oraz – oznaczone dodatkowo * przez innych autor 1 Burns et al. 1998; 2 Burns et al. 2009; 3 Weitzman et al. 2005; 4 Javonillo et al. 2007). Szarą czcionką oznaczono rodzaje badane w ramach niniejszej monografii w SEM). Figure 16. Schematic drawing shows the introsperm with derived characters in the representative of Glandulocaudinae, Stevardiinae and incertae sedis species The species labelled with star were descriebed by other authors 1 Burns et al. 1998; 2 Burns et al. 2009; 3 Weitzman et al. 2005; 4 Javonillo et al. 2007). All genera labelled in grey were analyzed in this monography in SEM.