Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii 
 
 
Zakażenie wirusowe:  
internalizacja i transport wewnątrzkomórkowy 
 
 
 
 
Katarzyna Owczarek 
 
 
 
Rozprawa doktorska wykonana pod opieką 
prof. dr hab. Krzysztofa Pyrcia 
w Zakładzie Mikrobiologii na Wydziale Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii oraz 
w Małopolskim Centrum Biotechnologii Uniwersytetu Jagiellońskiego 
 
 
Kraków 2019 
Wykonane w niniejszej pracy eksperymenty finansowane były w ramach następujących projektów: 
 „Internalizacja ludzkich koronawirusów do komórek gospodarza” – projekt finansowany przez Narodowe Centrum Nauki w ramach programu Sonata Bis kierowany przez  prof. dr hab. Krzysztofa Pyrcia. 2012/07/E/NZ6/01712. 

 „Analiza procesu internalizacji ludzkich wirusów OC43 i Zika w komórkach. Zahamowanie wczesnych etapów infekcji poprzez modulację wewnątrzkomórkowego pH” – projekt finansowany przez Narodowe Centrum Nauki w ramach programu Preludium kierowany przez mgr Katarzynę Owczarek. 2017/25/N/NZ6/01310. 


Doktorantka jest również beneficjentem Programu „Jagiellonian Interdisciplinary PhD Programme - Jagiellońskiego Programu Interdyscyplinarnych Studiów Doktoranckich” realizowanego w ramach Projektu „ZintegrUJ – Kompleksowy Program Rozwoju Uniwersytetu Jagiellońskiego” oraz  Programu Operacyjnego Wiedza Edukacja Rozwój 2014 – 2020 współfinansowanego ze środków Europejskiego Funduszu Społecznego, nr POWR.03.05.00-00-Z309/17-00. 
Doktorantka jest członkiem grupy Virogenetics, która uczestniczy w Europejskim Programie Współpracy w Dziedzinie Badań Naukowo-Technicznych (COST), wspieranym przez Ministerstwo Nauki i Szkolnictwa Wyższego. 
W czasie realizacji badań do pracy doktorskiej Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii Uniwersytetu Jagiellońskiego posiadał status Krajowego Naukowego Ośrodka Wiodącego (KNOW) wspieranego przez Ministerstwo Nauki i Szkolnictwa Wyższego.  
 
 
https://www.ncn.gov.pl/sites/default/files/obrazki/logo/logo-poziom.png
 
 

 
  
C:\Users\kosow\AppData\Local\Microsoft\Windows\INetCache\Content.Word\KNOW_logo-1.tif
C:\Users\kosow\AppData\Local\Microsoft\Windows\INetCache\Content.Word\cost-logo-2-blue-300dpi.jpg
Podziękowania 
Składam serdeczne podziękowania: 
Panu prof. dr hab. Krzysztofowi Pyrciowi,                                                                                             Promotorowi mojej pracy, za umożliwienie mi rozwoju naukowego oraz zawodowego,                         za przekazaną mi wiedzę i cenne wskazówki, za inspirację, a także za wieloletnią opiekę                      oraz wszelką okazaną mi życzliwość i cierpliwość; 
Dziękuję recenzentom: Pani prof. dr hab. Krystynie Bieńkowskej-Szewczyk                                           oraz Pani prof. dr hab. Agnieszce Szuster-Ciesielskiej; 
Składam podziękowania Panu prof. dr hab. Janowi Potempie                                                                          za umożliwienie pracy w Zakładzie Mikrobiologii; 
Dziękuję Panu mgr Arturowi Szczepańskiemu                                                                                                  za pomoc w realizacji doświadczeń, a także życzliwość i wsparcie; 
Dziękuję Koleżankom i Kolegom z grupy „Virogenetics” oraz z Zakładu Mikrobiologii WBBiB UJ           za wsparcie merytoryczne, przyjazną atmosferę oraz owocną współpracę; 
Dziękuję także mojej kochanej Rodzinie, a w szczególności Rodzicom i Markowi, za nieustające wsparcie we wszystkich przedsięwzięciach, troskę, obecność i wiarę we mnie każdego dnia; 
Dziękuję Przyjaciołom za inspirujące rozmowy i motywację do działania. 
 
Katarzyna Owczarek 
 
 
Spis treści 
Streszczenie ............................................................................................................................................. 5 
Abstract .................................................................................................................................................... 7 
Wstęp ....................................................................................................................................................... 9 
1. Mechanizmy wejścia wirusów do komórek ..................................................................................... 9 
2. Endocytoza ..................................................................................................................................... 11 
2.1.  Endocytoza klatrynozależna ......................................................................................... 11 
2.2  Endocytoza kaweolinozależna ...................................................................................... 12 
2.3. Endocytoza niezależna od klatryny i kaweoliny ........................................................... 12 
2.4. Wewnątrzkomórkowy transport ładunków  ................................................................ 13 
3. Ludzki koronawirus OC43 ............................................................................................................... 15 
4. Wirus Zika ....................................................................................................................................... 18 
Cele badań ............................................................................................................................................. 21 
Streszczenie wyników ........................................................................................................................... 22 
Wykaz publikacji .................................................................................................................................... 24 
Bibliografia ............................................................................................................................................. 25 
Załączniki ............................................................................................................................................... 28 
„Early events during human coronavirus OC43 entry to the cell” ..................................................... 29 
„Zika virus: mapping and reprogramming the entry” ........................................................................ 41 
Oświadczenia współautorów ............................................................................................................. 60 
  
Streszczenie 
Błona komórkowa stanowi podstawową barierę dla infekcji wirusowej, a obecność konkretnych białek na jej powierzchni determinuje specyficzność tkankową i gatunkową wirusa. Aby ją przekroczyć, wirusy wykształciły liczne mechanizmy, których wykorzystanie zależne jest od budowy wirusa oraz komórki docelowej. Wirusy opłaszczone generalnie ulegają fuzji z błoną komórkową, co skutkuje przeniesieniem nukleoproteiny do wnętrza komórki. Proces ten może nastąpić na powierzchni komórki, jednak bardzo często jest poprzedzony internalizacją, w której wykorzystywane są naturalne mechanizmy komórkowe służące w warunkach fizjologicznych między innymi do odżywiania się, czy odbierania cząsteczek sygnałowych.  
Przedmiotem prezentowanych badań są dwa wirusy wywołujące choroby u człowieka. Pierwszy z nich, ludzki koronawirus OC43 (HCoV-OC43, od ang. human coronavirus OC43), jest częstą przyczyną chorób górnych i dolnych dróg oddechowych o cięższym przebiegu u dzieci, osób starszych oraz z niedoborem odporności. Drugim wirusem wybranym do badań jest wirus Zika (ZIKV, od ang. Zika virus). Choć choroba związana z tym flawiwirusem jest łagodna lub asymptomatyczna, zakażenie może prowadzić do rozwoju zespołu Guillaina-Barrégo (autoimmunologicznego uszkodzenia nerwów) u dorosłych i małogłowia u noworodków. Choć każdy z tych wirusów wykorzystuje inną ścieżkę wejścia, to ostatecznie obydwu udaje się przedostać do wczesnych endosomów, a fuzja ich otoczek z błoną pęcherzyków komórki gospodarza silnie zależy od niskiego pH.  
W ramach przeprowadzonych badań opisano drogi wejścia obydwu wirusów do komórki gospodarza. Podczas gdy HCoV-OC43 inicjuje klasyczną, stosunkowo wolną (około 90 min) drogę kaweolinozależną, ZIKV wnika do komórek drogą klatrynozależną i ulega fuzji już po 10-15 min. Zastosowanie mikroskopii konfokalnej umożliwiło obserwację kolokalizacji białek wirusowych z białkami markerowymi poszczególnych przedziałów komórkowych. W efekcie byliśmy w stanie śledzić trasę pojedynczych wirionów w początkowej fazie zakażenia komórki. Znaczenie poszczególnych białek w tym procesie zostało następnie potwierdzone poprzez zahamowanie ich aktywności z wykorzystaniem selektywnych inhibitorów lub poprzez wyciszenie wyrażania poszczególnych białek przy pomocy małych interferujących RNA. W związku z tym, że proces internalizacji obydwu wirusów jest wrażliwy na zmiany pH, inkubacja komórek z czynnikami zwiększającymi wewnątrzkomórkowe pH (bafilomycyna A1 oraz NH4Cl) również prowadziła do zahamowania infekcji. Bafilomycyna A1 jest inhibitorem pompy protonowej i hamuje obniżanie pH w przedziałach wewnątrzkomórkowych, natomiast chlorek amonu działa buforująco, neutralizując zakwaszenie endosomu. Oba te związki są złotym standardem stosowanym w badaniach nad endocytozą i uważa się, że ich działanie polega na hamowaniu procesu fuzji poprzez zablokowanie zmian strukturalnych indukowanych niskim pH.             
W takim scenariuszu w obu przypadkach powinno dochodzić do zatrzymania procesu fuzji, a wirusy powinny wejść na ścieżkę degradacji i zostać usunięte z komórki. Przeprowadzone badania wykazały, że w przypadku bafilomycyny A1 faktycznie realizowany jest ten scenariusz, jednak w obecności chlorku amonu uzyskane wyniki były niezgodne z teorią. Bezsprzecznie wykazaliśmy, że chlorek amonu działa w sposób całkowicie odmienny od opisanego, zmieniając transport wewnątrzkomórkowy i prowadząc do usunięcia wirionów zaraz po wejściu do przedziału endosomalnego poprzez szybki recykling zależny od Rab35. Uzyskane wyniki podważają jeden z paradygmatów w wirusologii i biologii komórki i pozwalają sądzić, że duża część badań dotyczących wczesnych etapów zakażenia wymaga weryfikacji. 
Przeprowadzone badania pozwoliły lepiej zrozumieć proces zakażenia wirusami HCoV-OC43 i ZIKV, a w przyszłości mogą przyczynić się do opracowania lepszych strategii terapeutycznych w zakresie opracowania inhibitorów wejścia. 
  
Abstract 
Although plasma membrane is the primary barrier to viral infection, its composition and the presence of particular proteins on the cell surface determine the possibility of virus entry and, in consequence, tissue and species specificity of the virus. Enveloped viruses have developed different strategies of fusion with host cell membranes, which allows them to deliver their genetic material to the replication site. Subsequent to binding, some viruses are able to fuse with the host membrane immediately on the cell surface, while others need to be delivered to a precisely defined intracellular location. In the latter case, viruses hijack inward transport machinery, that in physiological conditions serves the cell for nutrition and communication.  
The main goal of this study was to identify and characterize the entry pathways of two viruses that pose a significant risk to human health. Human coronavirus OC43 (HCoV-OC43) frequently causes upper and lower respiratory tract disease, which may take a more severe course in children, the elderly and immunocompromised people. Zika virus (ZIKV) is a mosquito-borne flavivirus, that is usually associated with mild infections manifested by a set of unspecific symptoms, such as fever, rash, conjunctivitis, muscle and joint pain, malaise and headache. However, in some cases neurologic complications may occur, leading to the development of Guillain-Barré syndrome in adults and lethal microcephaly in fetuses.  
HCoV-OC43 was found to initiate infection via relatively slow (~90 min) caveolin-dependent pathway, whereas ZIKV was found to follow clathrin-dependent endocytosis and to undergo fusion as soon as 10-15 min post inoculation. Using confocal microscopy, we were able to observe co-localization between viral proteins and marker proteins of different intracellular compartments, which allowed us to track single virions during the early phase of infection. The results were further verified using small interfering RNA to transiently silence the expression of proteins involved in the chosen internalization processes, and also by using selective chemical inhibitors of these pathways. 
As far as the internalization process of both viruses is endocytosis-dependent and thus is sensitive to pH changes, incubation of the virus-overlaid cells with pH-increasing agents hampered the infection development. Bafilomycin A1 is a proton pump inhibitor which suppresses the pH decrease in intracellular compartments, whereas NH4Cl exhibits a simple buffering function and in this way neutralizes the acidification of endosomes.  
Both of the compounds are golden standards in the research of endocytosis process; by now, it has been commonly believed that their inhibitory function relies on the blocking of structural changes that in physiological (low pH) conditions induce fusion process. In such a scenario, both agents would inhibit 
the fusion between the viral envelope and the host membrane, which would further lead the virus to the degradation pathway. Although such a pattern has been indeed observed in the case of bafilomycin A1-treated cells, the results obtained for NH4Cl are significantly different. We have demonstrated that NH4Cl reprograms the endocytic hub so that virions are immediately ejected from endosomal compartment via Rab35-driven fast recycling pathway. These data call into question one of the paradigms in virology and cell biology and suggest that much of the research on the early stages of infection requires verification. 
The complex research on mechanisms of HCoV-OC43 and ZIKV trafficking presented in this study shed light on the regulation of intracellular transport and helped to understand viral strategies of host cells deception. In a broader perspective, identification of cellular factors indispensable for the early steps of infection is going to contribute to the development of novel antiviral therapies. 
  
Wstęp 
Jedną z głównych determinant specyficzności gatunkowej oraz tkankowej jest obecność receptorów komórkowych oraz szlaków pozwalających na transport materiału zakaźnego do miejsca replikacji wewnątrz komórki gospodarza. Kluczową rolę w tym procesie wypadku odgrywa proces przekroczenia bariery błony komórkowej. W przypadku wirusów otoczkowych proces ten jest nieodmiennie związany z fuzją błon, która jest przeprowadzana przez białka fuzyjne znajdujące się na powierzchni wirionu. Ich aktywność jest ściśle regulowana, tak że stają się aktywne wyłącznie w precyzyjnie kontrolowanych warunkach.  
Prezentowane w niniejszej pracy badania ukazują strategię wejścia do komórek dwóch patogenów człowieka: ludzkiego koronawirusa OC43 (HCoV-OC43, od ang. human coronavirus OC43) oraz wirusa Zika (ZIKV, od ang. Zika virus). Analiza dróg internalizacji tych wirusów przyczyniła się również do zwiększenia stanu wiedzy w zakresie regulacji procesu endocytozy. 
1. Mechanizmy wejścia wirusów do komórek 
Pierwszą barierą napotykaną przez wirusy w czasie infekcji jest błona komórkowa. Od jej składu (lipidom – proteom – glikom), ładunku oraz otoczenia zależy podatność danej komórki na zakażenie. Niespecyficzne oddziaływanie pomiędzy glikoproteiną wirusową a cząsteczkami występującymi w dużej ilości na powierzchni komórek eukariotycznych (receptory adhezyjne) pozwala zwiększyć gęstość wirusów na powierzchni błony komórkowej, a w niektórych przypadkach pozwala również na transport wirionów do regionów błony charakteryzujących się wysokim stężeniem receptorów wejścia1. Na skutek związania się glikoprotein wirusowych z właściwymi receptorami wejścia dochodzi do indukcji wybranych ścieżek sygnałowych, inicjacji procesu reorganizacji błony komórkowej i internalizacji. Wirusy otoczkowe wykształciły dwie strategie wejścia do komórek: 
1. fuzja z błoną komórkową bezpośrednio na powierzchni komórki, 

2. fuzja z błoną komórkową w przedziałach wewnątrzkomórkowych, z wykorzystaniem fizjologicznych dróg transportu komórkowego. 


Wirusowe białka fuzyjne ze względu na znaczne różnice strukturalne zostały podzielone na trzy klasy. Białka należące do klasy I [takie jak hemaglutynina ortomyksowirusów czy białko S (od ang. spike) koronawirusów] występują w formie skierowanych prostopadle do błony trimerów, w których dominującą strukturą drugorzędową jest α−helisa. Peptyd fuzyjny, czyli hydrofobowy region, który w czasie trwania fuzji zatapiany jest w błonie komórki gospodarza, zlokalizowany jest na N-końcu. Białka fuzyjne II klasy tworzą dimery ułożone równolegle do błony. Dominującą strukturą drugorzędową jest w tym wypadku β-harmonijka, a peptyd fuzyjny jest ulokowany w środkowej części sekwencji 
aminokwasowej białka. Do tej klasy zalicza się między innymi białko E (od ang. envelope) flawiwirusów oraz E1/E2 togawirusów. Białka fuzyjne zaliczane do klasy III [m.in. białko G (od ang. glycoprotein) rabdowirusów i białko gB (od ang. glycoprotein B) herpeswirusów] dzielą wspólne cechy z białkami fuzyjnymi I i II klasy. Podobnie jak białka klasy I, są one trimerami z konserwatywnie zachowaną strukturą α−helisy w centralnej części białka. Ich domeny fuzyjne wykazują natomiast większe podobieństwo do klasy II - są zlokalizowane w obrębie wydłużonych końców β-harmonijki2.  
Białka fuzyjne w swojej aktywnej postaci są niestabilne i łatwo dochodzi do ich inaktywacji. Aby temu zapobiec, wirusowe białka fuzyjne przyjmują początkowo formę nieaktywną. Miejsce fuzji zależy zatem od dostępności czynników aktywujących, takich jak proteazy komórkowe, pH, czy potencjał redoks. Poszczególne przedziały wewnątrzkomórkowe charakteryzuje specyficzny skład lipidowy, który służy wirusom jako „mapa” do precyzyjnego rozpoznania wybranej lokalizacji3. W optymalnych warunkach wirusowe białka fuzyjne ulegają aktywacji, co jest związane z drastycznymi zmianami ich konformacji oraz uwolnieniem energii potrzebnej do fuzji otoczki wirusowej z błoną komórki gospodarza4. Fuzja pozwala na transport wirusowego materiału genetycznego do cytoplazmy, gdzie dochodzi do jego wyrażania i kolejnych etapów infekcji. Schemat potencjalnych miejsc aktywacji wirusowych białek fuzyjnych przedstawia Rycina 1. 
 

Rycina 1 Schemat aktywacji wirusowych białek fuzyjnych w komórce gospodarza. Rycinę utworzono korzystając z narzędzia Biorender. 
 
2. Endocytoza 
Wirusy niezdolne do fuzji z błoną na powierzchni komórki przedostają się do jej wnętrza wykorzystując proces endocytozy. Endocytoza w warunkach fizjologicznych służy eukariontom do internalizacji składników błony komórkowej, związanych z nimi ligandów oraz związków zawieszonych w macierzy zewnątrzkomórkowej. Pełni kluczową rolę w odżywianiu i komunikacji komórek. Aż do wczesnych lat dziewięćdziesiątych jedyną znaną ścieżką endocytozy była droga klatrynozależna. Kiedy zaobserwowano, że jej hamowanie nie prowadzi do całkowitego zablokowania importu komórkowego, rozpoczęto intensywne badania ukierunkowane na poszukiwanie alternatywnych szlaków. Jako pierwszą zidentyfikowano drogę kaweolinozależną. Do dnia dzisiejszego opisano wiele innych wariantów internalizacji, takich jak szybka endocytoza zależna od endofiliny (FEME, od ang. Fast Endophilin-Mediated Endocytosis)5, CLIC/GEEC (od ang. Clathrin-Independent Carrier/ GPI-anchored Enriched Endocytic Compartments)6,7, drogi zależne od Arf68, flotylliny9, a także makropinocytoza10 i entoza11. 
2.1. Endocytoza klatrynozależna 
Droga klatrynozależna wykorzystywana jest przez szereg wirusów należących do różnych jednostek taksonomicznych, m.in. przez wirusa Dengi12, metapneumowirusa13, enterowirusa 7114 czy wirusa wścieklizny15. Związanie wirusa z receptorem inicjuje skoordynowane działania kompleksu białkowego złożonego z FCHo1/2 (od ang. Fer/Cip4 homology domain-only proteins 1 and 2), Eps15 (od ang. Epidermal growth factor receptor substrate 15) i intersektyny-1, mające na celu utworzenie płaszcza klatrynowego dookoła cząsteczki wirusa16. Pierwszym etapem jest tworzenie się w tym miejscu wgłębienia w błonie komórkowej. FCHo1/2 poprzez domenę F-BAR (od ang. Bin/Amphiphysin/Rvs) wiąże się do 4,5-difosforanu fosfatydyloinozytolu w błonie komórkowej i indukuje jej wygięcie, natomiast poprzez domenę μHD (od ang. μ-homology domain) wiąże Eps15 oraz intersektynę-1, które z kolei rekrutują białko adaptorowe 2 (AP2, od ang. adaptor protein 2) do miejsca nukleacji. Do AP2 przyłączają się jednostki klatryny i w momencie gdy ich stężenie osiągnie poziom krytyczny polimeryzują, tworząc płaszcz wokół powstającego pęcherzyka17. Stabilizowana przez ładunek struktura o średnicy ok. 100 nm pogłębia się18. Pączkowaniu pęcherzyka towarzyszy tworzenie się szyjki, do której przyciągane jest kolejne białko - amfifizyna. Amfifizyna rekrutuje dynaminę - GTPazę, która polimeryzuje tworząc charakterystyczny pierścieniowy kształt, w którym dwie domeny GTPazowe znajdują się obok siebie19. Hydroliza GTP wywołuje zmiany konformacyjne cząsteczek dynaminy, przez co pierścieniowa struktura zaciska się wokół przewężenia przy powierzchni komórki, aby ostatecznie umożliwić fuzję błon i odcięcie pęcherzyka zawierającego ładunek. Następnie pęcherzyk jest transportowany przez cytoszkielet aktynowy lub wzdłuż mikrotubul do wnętrza 
komórki. W czasie podróży dojrzewa, traci płaszcz klatrynowy i ulega fuzji z innymi pęcherzykami lub ze stacją sortującą, jaką jest wczesny endosom. 
W badaniach nad wykorzystaniem drogi klatrynowej przez wirusy stosuje się komercyjnie dostępne inhibitory, w tym: amantadynę, która stabilizuje dołki klatrynowe i nie dopuszcza do ich pogłębiania20; chlorpromazynę21, przy której kompleks klatryna-AP2 ulega translokacji z powierzchni komórek do endosomów; PitStop, który wiąże się z N-terminalną domeną klatryny, przez co blokuje dynamikę jej oddziaływań22. Alternatywnym podejściem jest zahamowanie internalizacji pęcherzyków klatrynowych poprzez inaktywację dynaminy. Do powszechnie stosowanych inhibitorów dynaminy należą MitMAB, który blokuje jej oddziaływanie z fosfolipidami błony komórkowej oraz Dynasore, który hamuje aktywność GTPazy23. 
2.2. Endocytoza kaweolinozależna 
Droga kaweolinozależna jest kolejnym rodzajem endocytozy wykorzystywanym przez szereg wirusów, między innymi przez flawiwirusa Japońskiego zapalenia mózgu24, poliomawirusa SV40 (od ang. Simian Virus 40)25, czy echowirusa 126.  
Kaweole to butelkowate zagłębienia w błonie komórkowej o średnicy 50–100 nm zlokalizowane na powierzchni komórki. Ich integralnym elementem jest kaweolina-1, która stabilizuje strukturę bogatą w cholesterol i sfingolipidy27. Załadowanie cargo do kaweoli indukuje rekrutację dynaminy, która podobnie jak w przypadku drogi klatrynozależnej odcina inwaginację z powierzchni komórki. Utworzony w ten sposób pęcherzyk może wejść na klasyczną drogę endocytozy poprzez fuzję z wczesnym endosomem, albo stworzyć multi-kaweolarny kompleks o neutralnym pH zwany kaweosomem, który nie ulega fuzji z przedziałami o niskim pH28. 
Do hamowania drogi kaweolinozależnej stosuje się związki wiążące cholesterol, które stabilizują kaweole i nie dopuszczają do ich pogłębiania (metylo-β-cyklodekstryna, nystatyna)29, jak również opisane poprzednio inhibitory dynaminy23. 
2.3. Endocytoza niezależna od klatryny i kaweoliny 
Choć w ostatnich latach wykryto szereg dróg endocytozy niezależnych od klatryny i kaweoliny, ich przebieg do tej pory nie został szczegółowo opisany.  
FEME jest drogą zależną od endofiliny – białka, które jest również zaangażowane w endocytozę klatrynozależną. Podczas gdy droga klatrynozależna może zachodzić zarówno konstytutywnie, jak i pod wpływem wiązania ligandów do receptorów na powierzchni komórki, FEME jest indukowana tylko w 
obecności ligandów. Rekrutacja endofiliny do 3,4,5-trifosforanu inozytolu prowadzi do internalizacji receptorów do drobnych pęcherzyków. Proces ten zależy od dynaminy, Rac, kinazy PAK1 oraz aktyny5. 
CLIC/GEEC tworzą cylindryczne zagłębienia o średnicy ok. 40 nm, bogate w sfingolipidy oraz cholesterol. Ważną rolę w ich internalizacji odgrywa białko GRAF1 (z ang. GTPase regulator associated with focal adhesion kinase-1), które jest w nich zakotwiczone poprzez swoje domeny BAR oraz PH (od ang. pleckstrin homology). Reguluje ono aktywność małych białek G (Cdc42, Arf1), a także oddziałuje z dynaminą. Co ciekawe, funkcja dynaminy w tym procesie pozostaje niewyjaśniona, podobnie jak mechanizm odcinania pęcherzyków z powierzchni komórki7. CLIC/GEEC odpowiada za endocytozę fazy płynnej oraz pełni znaczącą rolę w migracji i polaryzacji komórek. Ponadto wiadomym jest, że stanowi drogę wejścia do komórek dla wirusa związanego z adenowirusami 2 (AAV-2, od ang. adeno-associated virus 2)30.  
Tak jak w przypadku CLIC/GEEC, endocytoza zależna od Arf6 wymaga cholesterolu i nie zależy od dynaminy. Ze względu na podobieństwo w zakresie transportowanego cargo, wysunięto hipotezę, że jest to jedna i ta sama droga, a różnice w wykorzystaniu Arf6 są charakterystyczne dla różnych typów komórek31. Podobne wątpliwości tyczą się drogi zależnej od flotylliny – przypuszcza się, że flotyllina może jedynie pełnić rolę białka adaptorowego dla wybranych ładunków31. 
Ze względu na sposób tworzenia pęcherzyków, na tle alternatywnych ścieżek endocytozy wyróżnia się proces makropinocytozy. Aktywacja ścieżek sygnałowych przez receptory o aktywności kinaz tyrozynowych wywołuje zmiany w cytoszkielecie aktynowym. Ważną rolę w tym procesie pełni mała GTPaza Rac1. W wyniku tych rearanżacji dochodzi do wytworzenia uwypukleń błony komórkowej, które zagarniają cargo wraz ze znacznymi objętościami fazy płynnej i zawartymi w niej molekułami. W efekcie powstaje pęcherzyka o średnicy 0,5-10 µm, który jest odcinany z powierzchni komórki przez białka CtBP1/BARS albo przez dynaminę32. Makropinocytoza wykorzystywana jest m.in. przez syncytialnego wirusa oddechowego (RSV, od ang. respiratory syncytial virus)33 oraz przez adenowirusa 334. 
2.4. Wewnątrzkomórkowy transport ładunków 
Wewnątrzkomórkowy transport pęcherzyków kierowany jest przez małe GTPazy membranowe należące do rodziny Rab35. Wczesne endosomy są adresowane poprzez białka Rab5 i antygen wczesnego endosomu 1 (EEA1, od ang. early endosome antigen 1) i charakteryzują się umiarkowanie niskim pH (6,3-6,8)36. Zawarte w nich cargo ulega wstępnemu sortowaniu i może zostać skierowane do degradacji poprzez ciałko wielopęcherzykowe, późne endosomy i lizosomy, albo wracać na powierzchnię komórki na drodze recyklingu, egzocytozy lub poprzez aparat Golgiego37,38.  
Transport prowadzący do degradacji związany jest ze stopniowym spadkiem pH dzięki aktywności pomp protonowych oraz w wyniku fuzji z kwaśnymi pęcherzykami. W późnych endosomach, adresowanych przez Rab7, pH zwiera się w przedziale 4,8-6,0, natomiast w lizosomach osiąga wartość 4,539. Lizosomy są przedziałem docelowym na tej drodze, służą do przechowywania hydrolaz i innych enzymów proteolitycznych. Ich białkiem markerowym jest białko związane z błoną lizosomu (LAMP1, od ang. lysosomal associated membrane protein 1)40. 
W przedziałach ukierunkowanych na transport powrotny do błony komórkowej pH utrzymuje się na wyższym poziomie (~6,5). W tym przypadku cargo może być adresowane przez Rab35 na drogę szybkiego recyklingu (5 min) lub przez Rab11 na drogę wolnego recyklingu (15-30 min)36. Alternatywnie, ładunek może zostać zamknięty w pęcherzyku tworzącym się w świetle ciałka wielopęcherzykowego, który jest adresowany przez Rab27a/b do transportu na powierzchnię komórki i dalej do macierzy zewnątrzkomórkowej w formie egzosomu41. Egzosomy mają średnicę 30-100 nm i są wykorzystywane przez wirusy do transportu na zewnątrz komórki42-44. Ponadto, cargo może przejść do aparatu Golgiego i podążać ścieżką wstecznego transportu przez endosomy adresowane Rab9 lub w sposób niezależny od Rab9, prowadzącą do aparatu Golgiego na przykład z recyklingujących endosomów45. Wybór ścieżki transportu retrogradowego jest uzależniony od obecności specyficznych motywów w sekwencji aminokwasowej ładunków znajdujących się w przedziale endosomalnym46.  
Sieć wewnątrzkomórkowego transportu schematycznie podsumowuje Rycina 2. 
 

Rycina 2 Schemat transportu wewnątrzkomórkowego. Rycinę utworzono korzystając z narzędzia Biorender. 
Badania przedstawione w niniejszej pracy zostały oparte o obserwację wirionów w kontekście białek markerowych dla wybranych przedziałów wewnątrzkomórkowych przy zastosowaniu mikroskopii konfokalnej. Doświadczenia z powszechnie stosowanymi inhibitorami pozwoliły uzyskać wyniki spójne z analizą mikroskopową, a rola kluczowych białek w procesie wejścia wirusów została potwierdzona poprzez selektywne wyciszenie wyrażania tych białek w komórkach. 
Przedmiotem opisywanych badań jest analiza procesu wejścia wirusów do komórek gospodarza oraz ich transportu wewnątrzkomórkowego. Badania przeprowadzono na dwóch wirusach otoczkowych, które wywołują u człowieka objawy chorobowe - HCoV-OC43 oraz ZIKV. 
3. Ludzki koronawirus OC43 
Na chwilę obecną znanych jest sześć koronawirusów patogennych dla człowieka. HCoV-229E oraz HCoV-OC43 zostały po raz pierwszy opisane w latach sześćdziesiątych dwudziestego wieku i przez prawie czterdzieści lat były uznawane za jedyne koronawirusy zdolne do infekcji człowieka. Szeroko 
zakrojone badania nad tą rodziną wirusów rozpoczęły się dopiero w 2002 r., wraz z pojawieniem się wirusa zespołu ciężkiej ostrej niewydolności oddechowej (SARS, od ang. severe acute respiratory syndrome) o wysokiej śmiertelności (wynoszącej średnio 10%, a wśród osób powyżej 64 roku życia nawet powyżej 50%)47,48. Wtedy też zidentyfikowano dwa kolejne, jak się okazało szeroko rozpowszechnione wśród ludzi koronawirusy, HCoV-NL6349 oraz HCoV-HKU150, wywołujące infekcje dróg oddechowych. W 2012 r. w wyniku transmisji odzwierzęcej pojawił się nowy koronawirus zakażający ludzi, powodujący bliskowschodni zespół niewydolności oddechowej (MERS, od ang. Middle East respiratory syndrome), śmiertelny w ~35% przypadków51,52. Zdolność do przekraczania granicy między gatunkami oraz wysoki współczynnik śmiertelności odzwierzęcych koronawirusów wskazują na konieczność dalszego prowadzenia intensywnych badań nad przebiegiem procesu zakażenia w celu identyfikacji potencjalnych celów terapeutycznych. 
HCoV-OC43 infekuje górne i dolne drogi oddechowe, a nasilenie choroby zależy od wieku oraz ogólnego stanu zdrowia człowieka. Jest najczęściej występującym koronawirusem wśród ludzi, przy czym najwyższa zapadalność przypada na okres zimowo-wiosenny53,54. 
Genom HCoV-OC43 składa się z prawie 31 tys. nukleotydów. W pierwszych dwóch trzecich wirusowego RNA od strony 5’ znajdują się dwie otwarte ramki odczytu 1a i 1ab, które kodują pojedynczą poliproteinę. Powstałe białko (ok. 7 tys. aminokwasów) ulega autoproteolizie, co prowadzi do powstania kilkunastu dojrzałych białek niestrukturalnych niezbędnych dla replikacji wirusa i modulujących mikrośrodowisko zakażenia. Pozostała jedna trzecia genomu koduje białka strukturalne oraz białka dodatkowe: białko niestrukturalne ns2 (od ang. nonstructural protein 2), esterazę hemaglutyniny (HE, od ang. hemmaglutin esterase), białko S (od ang. spike), białko niestrukturalne ns12.9, białko otoczki E (od ang. envelope), białko błonowe M (od ang. membrane) oraz białko kapsydu N (od ang. nucleocapsid)55. W części 5’ genu kodującego białko N znajdują się jeszcze dwie małe, wewnętrzne ramki odczytu: Ia oraz Ib. Z wyjątkiem białka HE, białka dodatkowe są białkami niestrukturalnymi, a ich funkcje nie zostały do tej pory całkowicie poznane. Białko HE występuje wyłącznie wśród betakoronawirusów. Jego główną funkcją jest aktywność esterazy, która przejawia się przez odcinanie grup acetylowych z kwasów sjalowych. We wczesnych etapach infekcji ta funkcja ułatwia wirusowi związanemu z czynnikami adhezyjnymi przedostanie się do receptora, natomiast w późnych etapach infekcji ułatwia uwalnianie potomnych wirionów z zainfekowanej komórki56. S to glikoproteina powierzchniowa, która pośredniczy w procesie wejścia koronawirusów do komórek, a jej struktura determinuje ich specyficzność tkankową. Należy do I klasy białek fuzyjnych. Składa się z krótkiej C-terminalnej endodomeny, domeny transbłonowej oraz dużej N-terminalnej ektodomeny, którą tworzą podjednostki S1 i S2. W obrębie podjednostki S1 znajduje się domena wiążąca receptor, natomiast podjednostka S2 odpowiada za fuzję z błoną komórki gospodarza57. 
Białko E to małe białko otoczkowe, które uczestniczy w tworzeniu wirionów oraz w ich odcinaniu z powierzchni błony. Tworzy kanał jonowy, który najprawdopodobniej warunkuje prawidłowy transport wirionów na powierzchnię komórki58. Białko M jest białkiem transbłonowym i stanowi rusztowanie, na którym tworzony jest wirion. Może przyjmować dwie konformacje: kompaktową oraz wydłużoną, przy czym najprawdopodobniej tylko jedna z nich – wydłużona – odpowiada za sztywność i jednorodną krzywiznę błony, a także za inkorporację białka S do tworzących się wirionów59. Białko N jest białkiem nukleokapsydu. Wiążę się z RNA i chroni dużą cząsteczkę wirusowego genomu, a także aktywnie uczestniczy w modyfikacji procesów komórkowych oraz w replikacji i transkrypcji wirusa60.  
Proces wejścia HCoV-OC43 do komórek można podzielić na dwa etapy: przyłączanie się do powierzchni komórki oraz internalizację wirionu. W permisywnych dla tego wirusa komórkach ludzkiego nowotworu okrężnicy (HCT-8), rolę czynników adhezyjnych pełnią powszechnie występujące kwasy sjalowe oraz siarczan heparanu. Szczepy kliniczne wykorzystują kwasy sjalowe zarówno w roli receptora adhezyjnego, jak i receptora wejścia61. 
Proces internalizacji HCoV-OC43 drogą kaweolinozależną został przedstawiony w artykule: 
Owczarek K, Szczepanski A, Milewska A, Baster Z, Rajfur Z, Sarna M, Pyrc K, Early events during human coronavirus OC43 entry to the cell. Sci Rep. 2018;8(1):7124 


Zależność od endocytozy zbadano poprzez określenie stopnia kolokalizacji wirionów z EEA1 na wczesnym etapie infekcji komórek HCT-8. W tym celu komórki utrwalone w różnych punktach czasowych od momentu inokulacji wirusem (p.i., od ang. post inoculation) poddano barwieniu immunofluorescencyjnemu, specyficznemu względem wirusowego białka N oraz białka EEA1. Preparaty zobrazowano korzystając z mikroskopii konfokalnej, a otrzymane zdjęcia poddano analizie. Zaobserwowano, że w czasie 5 - 20 min od momentu inokulacji HCoV-OC43 wraz z EEA1 znajdowały się w pobliżu błony komórkowej, a następnie (w czasie 40 - 120 min p.i.) tworzyły coraz większe skupiska, które stopniowo przesuwały się do wnętrza komórki. Zależność internalizacji wirusów od procesu endocytozy potwierdzono poprzez dodanie do pożywki hodowlanej związków zwiększających wewnątrzkomórkowe pH: NH4Cl i bafilomycyny A1. Analiza liczby kopii wirusowego RNA w pożywce 5 dni p.i. ujawniła silne zahamowanie infekcji w obecności tych związków, dowodząc ważnej roli niskiego pH w procesie infekcji HCoV-OC43.  
Aby bliżej scharakteryzować proces wejścia wirusa, HCoV-OC43 wybarwiono w kontekście białek markerowych wybranych ścieżek endocytozy. W czasie 5 - 90 min p.i. zaobserwowano silną kolokalizację wirionów z kaweoliną-1. Istotność tej drogi potwierdzono poprzez tymczasowe wyciszenie kaweoliny w komórkach, co spowodowało zatrzymanie wirionów na ich powierzchni. 
Podobne obserwacje towarzyszyły zastosowaniu chemicznych inhibitorów tej ścieżki: dodanie nystatyny i metylo-β-cyklodekstryny do pożywki uniemożliwiło wejście wirusów do komórek i doprowadziło do znacznego zahamowania infekcji. Proces wejścia okazał się być zależny również od aktywności dynaminy oraz filamentów aktynowych, co zbadano poprzez zastosowanie powszechnie znanych inhibitorów tych białek.  
Co ciekawe, przekierowanie transportu tego wirusa na inną drogę endocytozy jest możliwe, lecz nie prowadzi do efektywnej infekcji. Zaprezentowane badania pokazują, że po zahamowaniu endocytozy kaweolinozależnej za pomocą inhibitorów chemicznych HCoV-OC43 może wnikać do komórek atypową dla siebie drogą makropinocytozy, ale w takim wypadku nie dochodzi do fuzji i zakażenia. Warunki panujące w przedziale wewnątrzkomórkowym, do którego trafia wirus poprzez makropinocytozę nie są odpowiednie dla aktywacji białka fuzyjnego. 
4. Wirus Zika 
Wirus Zika (ZIKV) należy do rodziny flawirusów. Jest blisko spokrewniony z wirusami wywołującymi między innymi gorączkę Dengi, żółtą febrę, gorączkę Zachodniego Nilu, kleszczowe zapalenie mózgu czy Japońskie zapalenie mózgu. Po raz pierwszy wirus został zidentyfikowany w latach 40. XX wieku w próbkach pobranych od makaków zamieszkujących las Zika w Ugandzie, a następnie u ludzi w latach 50. XX wieku w Ugandzie oraz w Zjednoczonej Republice Tanzanii. Główną drogą transmisji wirusa są komary należące do rodzaju Aedes, chociaż wirus może rozprzestrzeniać się także przez kontakty seksualne oraz przez łożysko.62 Przez wiele lat wirus utrzymywał się na stosunkowo niewielkim terytorium i nie był postrzegany jako zagrożenie medyczne. Z czasem jednak zakażenia zaczęły występować w centralnej i zachodniej Afryce oraz w południowej części Azji. Pierwsza epidemia wywołana ZIKV rozpoczęła się w 2007 roku na wyspie Yap, kolejna na wyspach Polinezji Francuskiej w latach 2013-2014. W 2014 roku (najprawdopodobniej w czasie Mistrzostw Świata w piłce nożnej organizowanych w Brazylii) wirus dotarł do części Ameryki Południowej i Środkowej, gdzie w kolejnym roku wywołał epidemię. Niewiele później obecność ZIKV odnotowano również w Stanach Zjednoczonych63-68. 
Choć infekcje wirusem ZIKA mają zwykle łagodny przebieg i charakteryzują się niespecyficznymi objawami, takimi jak ból głowy, gorączka, zaczerwienione oczy, bóle mięśni i stawów czy wysypka69, wykazano związek zakażenia z rozwojem zespołu Guillaina-Barrégo (autoimmunologicznego uszkodzenia nerwów) u dorosłych70 i małogłowia u płodów71. Brak dostępnej szczepionki, szybkie tempo rozprzestrzeniania i korelacja z zagrażającymi ludzkiemu życiu zaburzeniami neurologicznymi wskazuje potrzebę prowadzenia intensywnych badań nad infekcją ZIKV.  
Genom ZIKV tworzy prawie 11 tys. nukleotydów72, które kodują pojedynczą ramkę odczytu oflankowaną rejonami nieulegającymi translacji. Po wniknięciu do komórki genomowe RNA wirusa służy bezpośrednio jako matryca dla maszynerii translacyjnej, co prowadzi do powstania poliproteiny, która następnie ulega trawieniu przez proteazy komórkowe oraz autoproteolizie przez proteazę wirusową tworząc trzy białka strukturalne: białko kapsydu C (od ang. capsid), prekursor białka błonowego prM (od ang. precursor membrane) i białko otoczki E (od ang. envelope); oraz siedem białek niestrukturalnych: NS1 (od ang. non-structural protein), NS2A, NS2B, NS3, NS4A, NS4B i NS5. Podobnie jak w przypadku HCoV-OC43, białka niestrukturalne uczestniczą w replikacji wirusa oraz wchodzą w interakcję z czynnikami odpowiedzi immunologicznej komórki gospodarza. Białka strukturalne są natomiast zaangażowane w proces wejścia, składania potomnych wirionów oraz wyjścia z komórki gospodarza. Białko C rekrutuje RNA do formujących się wirionów oraz pozostaje z nim związane aż do momentu infekcji kolejnej komórki. prM jest prekursorem białka błonowego M (od ang. membrane) i w czasie transportu przez aparat Golgiego pełni funkcję ochronną dla glikoproteiny E: osłania ją przed ekspozycją na niskie pH, tym samym zapobiegając przedwczesnej aktywacji peptydu fuzyjnego73.  
Proces wejścia ZIKV do komórek drogą klatrynozależną został szczegółowo opisany w artykule 
Owczarek K, Chykunova Y, Jassoy C, Maksym B, Rajfur Z, Pyrc K, Zika virus: mapping and reprogramming the entry. Cell Commun Signal. 2019;17(1):41 
 


Doświadczenia wykonano w komórkach Vero, w których ZIKV wydajnie replikuje. Przy użyciu mikroskopii konfokalnej zaobserwowano kolokalizację ZIKV z klatryną i EEA1 w okresie 2 - 10 min p.i. Istotność klatryny w procesie wejścia wirusa została potwierdzona poprzez jej tymczasowe wyciszenie, które skutkowało zatrzymaniem wirionów na powierzchni komórek. Traktowanie komórek komercyjnie dostępnymi inhibitorami drogi klatrynozależnej oraz dynaminy (odpowiednio amantadyną i PitStopem oraz Dynasorem i MitMabem) doprowadziło do znacznej redukcji liczby kopii wirusowego RNA w pożywce 3 dni p.i., co dodatkowo potwierdziło zależność wirusa od tej ścieżki endocytozy. 
Dzięki możliwości immunofluorescencyjnego wybarwienia dwóch białek strukturalnych wirusa: białka E oraz białka C dokonano analizy procesu fuzji otoczki wirusa z błoną komórki gospodarza. Celem określenia czasu i miejsca fuzji, białka wirusowe zostały wybarwione w kontekście markerów wybranych przedziałów wewnątrzkomórkowych w kilku punktach czasowych między 5 - 20 min p.i. Przez pierwsze 10 min obydwa białka silnie kolokalizowały z markerem późnych endosomów  Rab7. Następnie (w okresie między 10 a 15 min p.i.) ich kolokalizacja z Rab7 zanikła, a białko E zaczęło kolokalizować z Rab11, markerem wolno recyklingujących endosomów. W wyniku fuzji w późnych 
endosomach wirusowe RNA i białko C przedostały się do cytoplazmy, natomiast białko E zatopione w błonie pęcherzykowej uległo wolnemu recyklingowi na powierzchnię komórki. 
Ponieważ proces fuzji jest silnie zależny od czynników komórkowych, zbadano jaki wpływ na wydajność fuzji ZIKV mają proteazy oraz wewnątrzkomórkowe pH. W celu sprawdzenia roli proteaz przeprowadzono infekcję w obecności camostatu (inhibitora proteaz serynowych), E64 (inhibitora proteaz cysteinowych) oraz CMK (inhibitora furyny), które dodawano na komórki na różnych etapach infekcji. Liczba kopii wirusowego RNA po 3 dniach p.i. została zredukowana względem kontroli tylko w przypadku, gdy CMK był obecny na późnych etapach infekcji, co świadczy o istotnej roli proteazy komórkowej o specyficzności podobnej do furyny w procesie produkcji aktywnych wirionów.  
W celu zbadania roli wewnątrzkomórkowego pH w procesie fuzji ZIKV przeprowadzono infekcję w obecności NH4Cl i bafilomycyny A1. Okazało się, że mechanizm ich działania jest różny: podczas gdy bafilomycyna A1 zahamowała infekcję tylko na jej wczesnym etapie, NH4Cl ograniczyło ją także na późnych etapach. Jeszcze ciekawszy obraz otrzymano w wyniku analizy mikroskopowej lokalizacji wirusów w obecności tych związków. Choć obydwa zahamowały infekcję w wyniku poniesienia pH w przedziałach wewnątrzkomórkowych stanowiących standardową drogę wejścia tego wirusa, to zaaplikowanie każdego z tych związków skutkowało przekierowaniem wirionów na inną ścieżkę. W obecności bafilomycyny A1 wiriony nie ulegały fuzji w późnych endosomach. Pęcherzyki zawierające wiriony przekształciły się w lizosomy, w których materiał zakaźny uległ proteolizie i inaktywacji, a pozostałości uległy wolnemu recyklingowi na powierzchnię komórki. W obecności NH4Cl ZIKV ulegała szybkiemu recyklingowi na powierzchnię komórek, przez co również nie doszło do fuzji wirusa z błoną gospodarza.  
Zaprezentowane wyniki odkrywają różnice w mechanizmach działania NH4Cl i bafilomycyny A1 - związków, które do tej pory były stosowane w wirusologii do rozróżnienia czy wirus przenika do cytoplazmy bezpośrednio z powierzchni błony komórkowej, czy jest zależny od endocytozy.   
Cele badań 
1. Charakterystyka wczesnych etapów replikacji wirusów HCoV-OC43 oraz ZIKV  

2. Wyznaczenie czynników komórkowych regulujących proces wejścia tych wirusów do komórek 


 
W szerszym znaczeniu, przeprowadzone badania miały na celu poszerzenie stanu wiedzy w zakresie przebiegu zakażenia oraz mechanizmów transportu wewnątrzkomórkowego, jak również wyznaczenie potencjalnych celów terapeutycznych w zakażeniach HCoV-OC43 oraz ZIKV. 
  
Streszczenie wyników 
Wyniki przedstawione w artykule: Owczarek K, Szczepanski A, Milewska A, Baster Z, Rajfur Z, Sarna M, Pyrc K, Early events during human coronavirus OC43 entry to the cell. Sci Rep. 2018;8(1):7124 
 


 
• HCoV-OC43 w celu wejścia do ludzkich komórek nowotworu okrężnicy HCT-8 wykorzystuje proces endocytozy zależnej od kaweoliny; 

• Proces wejścia HCoV-OC43 do komórki gospodarza jest zależny od pH; 

• Zahamowanie endocytozy zależnej od kaweoliny powoduje zahamowanie wejścia wirusów do komórki gospodarza, a w konsekwencji uniemożliwia rozwój infekcji; 

• Proces internalizacji HCoV-OC43 zależy od aktywności dynaminy, która odcina z powierzchni komórki zagłębienia kaweolinowe;  

• Ograniczenie dynamiki filamentów aktynowych hamuje infekcję HCoV-OC43; 

• W przypadku zahamowania endocytozy kaweolinozależnej HCoV-OC43 może wniknąć do komórek atypową dla siebie drogą makropinocytozy, jednak takie warunki nie pozwalają na fuzję – w konsekwencji nadal nie dochodzi do rozwoju zakażenia. 


  
 
Wyniki przedstawione w artykule: Owczarek K, Chykunova Y, Jassoy C, Maksym B, Rajfur Z, Pyrc K, Zika virus: mapping and reprogramming the entry. Cell Commun Signal. 2019;17(1):41 
 


• ZIKV ulega internalizacji na drodze endocytozy zależnej od klatryny; inhibitory drogi klatrynozależnej oraz tymczasowe wyciszenie klatryny zatrzymują wiriony na powierzchni komórki i w konsekwencji hamują rozwój infekcji;  

• Pęcherzyki opłaszczone klatryną są odcinane z powierzchni komórki przez dynaminę; 

• Otoczka wirusa ulega fuzji z błoną komórki gospodarza w przedziale późnych endosomów w czasie 10 - 15 min od momentu inokulacji; 

• Warunkiem koniecznym do fuzji jest niskie pH w przedziale endosomalnym. W wyniku fuzji wirusowe RNA i białko C przedostają się do cytoplazmy, natomiast białko E zatopione w błonie pęcherzykowej ulega wolnemu recyklingowi na powierzchnię komórki; 

• Do wytworzenia aktywnych cząstek wirusowych konieczna jest aktywność proteazy komórkowej o specyficzności podobnej do furyny, która najprawdopodobniej wstępnie aktywuje białko odpowiedzialne za fuzję (białko E);  

• Traktowanie komórek bafilomycyną A1 (inhibitorem pompy protonowej) hamuje infekcję ZIKV na jej wczesnym etapie. W takich warunkach wiriony nie ulegają fuzji w późnych endosomach. Pęcherzyki zawierające wiriony przekształcają się w lizosomy, w których materiał zakaźny ulega proteolizie i inaktywacji. Pozostałości ulegają wolnemu recyklingowi na powierzchnię komórki; 

• NH4Cl indukuje szybki recykling ZIKV na powierzchnię komórek, przez co nie dochodzi do fuzji wirusa z błoną gospodarza. Tymczasowe wyciszenie Rab35 (białka markerowego dla szybko recyklingujących endosomów) pozwala zatrzymać wiriony pod powierzchnią komórek traktowanych NH4Cl; 

• NH4Cl (w przeciwieństwie do bafilomycyny A1) hamuje również późne etapy infekcji. Zahamowanie może wynikać z zaburzenia składania albo transportu potomnych wirionów, a także pośrednio z inaktywacji furyny, która do swojej aktywacji w aparacie Golgiego potrzebuje pH ~6,0. 


 
  
Wykaz publikacji 
1. Milewska A, Kaminski K, Ciejka J, Kosowicz K, et al. HTCC: Broad Range Inhibitor of Coronavirus Entry. PLoS One. 2016;11(6):e0156552. 

2. Kosowicz K, Pyrc K. A method for concentration and purification of human coronavirus HCoV-OC43 using CIM QA monolithic columns. Notka aplikacyjna BIA Separations. 2016. 

3. Milewska A, Nowak P, Owczarek K, et al. Entry of human coronavirus NL63 to the cell. J Virol. 2017. 

4. Owczarek K, Szczepanski A, Milewska A, et al. Early events during human coronavirus OC43 entry to the cell. Sci Rep. 2018;8(1):7124.  

5. Szczepanski A, Owczarek K, Milewska A, et al. Canine respiratory coronavirus employs caveolin-1-mediated pathway for internalization to HRT-18G cells. Vet Res. 2018;49(1):55. 

6. Szczepanski A, Owczarek K, Bzowska M, et al. Canine Respiratory Coronavirus, Bovine Coronavirus, and Human Coronavirus OC43: Receptors and Attachment Factors. Viruses. 2019;11(4).  

7. Owczarek K, Chykunova Y, Jassoy C, Maksym B, Rajfur Z, Pyrc K. Zika virus: mapping and reprogramming the entry. Cell Commun Signal. 2019;17(1):41. 


  
Bibliografia 
1. Lehmann MJ, Sherer NM, Marks CB, Pypaert M, Mothes W. Actin- and myosin-driven movement of viruses along filopodia precedes their entry into cells. J Cell Biol. 2005;170(2):317-325. 
2. White JM, Delos SE, Brecher M, Schornberg K. Structures and mechanisms of viral membrane fusion proteins: multiple variations on a common theme. Crit Rev Biochem Mol Biol. 2008;43(3):189-219. 
3. Zaitseva E, Yang ST, Melikov K, Pourmal S, Chernomordik LV. Dengue virus ensures its fusion in late endosomes using compartment-specific lipids. PLoS Pathog. 2010;6(10):e1001131. 
4. Harrison SC. Viral membrane fusion. Nat Struct Mol Biol. 2008;15(7):690-698. 
5. Boucrot E, Ferreira AP, Almeida-Souza L, et al. Endophilin marks and controls a clathrin-independent endocytic pathway. Nature. 2015;517(7535):460-465. 
6. Sabharanjak S, Sharma P, Parton RG, Mayor S. GPI-anchored proteins are delivered to recycling endosomes via a distinct cdc42-regulated, clathrin-independent pinocytic pathway. Dev Cell. 2002;2(4):411-423. 
7. Lundmark R, Doherty GJ, Howes MT, et al. The GTPase-activating protein GRAF1 regulates the CLIC/GEEC endocytic pathway. Curr Biol. 2008;18(22):1802-1808. 
8. Eyster CA, Higginson JD, Huebner R, et al. Discovery of new cargo proteins that enter cells through clathrin-independent endocytosis. Traffic. 2009;10(5):590-599. 
9. Glebov OO, Bright NA, Nichols BJ. Flotillin-1 defines a clathrin-independent endocytic pathway in mammalian cells. Nat Cell Biol. 2006;8(1):46-54. 
10. Swanson JA, Watts C. Macropinocytosis. Trends Cell Biol. 1995;5(11):424-428. 
11. Overholtzer M, Mailleux AA, Mouneimne G, et al. A nonapoptotic cell death process, entosis, that occurs by cell-in-cell invasion. Cell. 2007;131(5):966-979. 
12. van der Schaar HM, Rust MJ, Chen C, et al. Dissecting the cell entry pathway of dengue virus by single-particle tracking in living cells. PLoS Pathog. 2008;4(12):e1000244. 
13. Cox RG, Mainou BA, Johnson M, et al. Human Metapneumovirus Is Capable of Entering Cells by Fusion with Endosomal Membranes. PLoS Pathog. 2015;11(12):e1005303. 
14. Hussain KM, Leong KL, Ng MM, Chu JJ. The essential role of clathrin-mediated endocytosis in the infectious entry of human enterovirus 71. J Biol Chem. 2011;286(1):309-321. 
15. Xu H, Hao X, Wang S, et al. Real-time Imaging of Rabies Virus Entry into Living Vero cells. Sci Rep. 2015;5:11753. 
16. Henne WM, Boucrot E, Meinecke M, et al. FCHo proteins are nucleators of clathrin-mediated endocytosis. Science. 2010;328(5983):1281-1284. 
17. Rappoport JZ, Kemal S, Benmerah A, Simon SM. Dynamics of clathrin and adaptor proteins during endocytosis. Am J Physiol Cell Physiol. 2006;291(5):C1072-1081. 
18. Traub LM. Regarding the amazing choreography of clathrin coats. PLoS Biol. 2011;9(3):e1001037. 
19. Takei K, Slepnev VI, Haucke V, De Camilli P. Functional partnership between amphiphysin and dynamin in clathrin-mediated endocytosis. Nat Cell Biol. 1999;1(1):33-39. 
20. Phonphok Y, Rosenthal KS. Stabilization of clathrin coated vesicles by amantadine, tromantadine and other hydrophobic amines. FEBS Lett. 1991;281(1-2):188-190. 
21. Vercauteren D, Vandenbroucke RE, Jones AT, et al. The use of inhibitors to study endocytic pathways of gene carriers: optimization and pitfalls. Mol Ther. 2010;18(3):561-569. 
22. von Kleist L, Stahlschmidt W, Bulut H, et al. Role of the clathrin terminal domain in regulating coated pit dynamics revealed by small molecule inhibition. Cell. 2011;146(3):471-484. 
23. Harper CB, Popoff MR, McCluskey A, Robinson PJ, Meunier FA. Targeting membrane trafficking in infection prophylaxis: dynamin inhibitors. Trends Cell Biol. 2013;23(2):90-101. 
24. Xu Q, Cao M, Song H, et al. Caveolin-1-mediated Japanese encephalitis virus entry requires a two-step regulation of actin reorganization. Future Microbiol. 2016;11:1227-1248. 
25. Norkin LC, Kuksin D. The caveolae-mediated sv40 entry pathway bypasses the golgi complex en route to the endoplasmic reticulum. Virol J. 2005;2:38. 
26. Marjomäki V, Pietiäinen V, Matilainen H, et al. Internalization of echovirus 1 in caveolae. J Virol. 2002;76(4):1856-1865. 
27. Nabi IR, Le PU. Caveolae/raft-dependent endocytosis. J Cell Biol. 2003;161(4):673-677. 
28. Kiss AL, Botos E. Endocytosis via caveolae: alternative pathway with distinct cellular compartments to avoid lysosomal degradation? J Cell Mol Med. 2009;13(7):1228-1237. 
29. Rothberg KG, Heuser JE, Donzell WC, Ying YS, Glenney JR, Anderson RG. Caveolin, a protein component of caveolae membrane coats. Cell. 1992;68(4):673-682. 
30. Nonnenmacher M, Weber T. Adeno-associated virus 2 infection requires endocytosis through the CLIC/GEEC pathway. Cell Host Microbe. 2011;10(6):563-576. 
31. Mayor S, Parton RG, Donaldson JG. Clathrin-independent pathways of endocytosis. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2014;6(6). 
32. Mercer J, Helenius A. Virus entry by macropinocytosis. Nat Cell Biol. 2009;11(5):510-520. 
33. Krzyzaniak MA, Zumstein MT, Gerez JA, Picotti P, Helenius A. Host cell entry of respiratory syncytial virus involves macropinocytosis followed by proteolytic activation of the F protein. PLoS Pathog. 2013;9(4):e1003309. 
34. Amstutz B, Gastaldelli M, Kälin S, et al. Subversion of CtBP1-controlled macropinocytosis by human adenovirus serotype 3. EMBO J. 2008;27(7):956-969. 
35. Novick P, Brennwald P. Friends and family: the role of the Rab GTPases in vesicular traffic. Cell. 1993;75(4):597-601. 
36. Jovic M, Sharma M, Rahajeng J, Caplan S. The early endosome: a busy sorting station for proteins at the crossroads. Histol Histopathol. 2010;25(1):99-112. 
37. Huotari J, Helenius A. Endosome maturation. EMBO J. 2011;30(17):3481-3500. 
38. Maxfield FR, McGraw TE. Endocytic recycling. Nat Rev Mol Cell Biol. 2004;5(2):121-132. 
39. Maxfield FR, Yamashiro DJ. Endosome acidification and the pathways of receptor-mediated endocytosis. Adv Exp Med Biol. 1987;225:189-198. 
40. Eskelinen EL. Roles of LAMP-1 and LAMP-2 in lysosome biogenesis and autophagy. Mol Aspects Med. 2006;27(5-6):495-502. 
41. Ostrowski M, Carmo NB, Krumeich S, et al. Rab27a and Rab27b control different steps of the exosome secretion pathway. Nat Cell Biol. 2010;12(1):19-30; sup pp 11-13. 
42. Bukong TN, Momen-Heravi F, Kodys K, Bala S, Szabo G. Exosomes from hepatitis C infected patients transmit HCV infection and contain replication competent viral RNA in complex with Ago2-miR122-HSP90. PLoS Pathog. 2014;10(10):e1004424. 
43. Fraile-Ramos A, Cepeda V, Elstak E, van der Sluijs P. Rab27a is required for human cytomegalovirus assembly. PLoS One. 2010;5(12):e15318. 
44. Gerber PP, Cabrini M, Jancic C, et al. Rab27a controls HIV-1 assembly by regulating plasma membrane levels of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate. J Cell Biol. 2015;209(3):435-452. 
45. Lombardi D, Soldati T, Riederer MA, Goda Y, Zerial M, Pfeffer SR. Rab9 functions in transport between late endosomes and the trans Golgi network. EMBO J. 1993;12(2):677-682. 
46. Lieu ZZ, Gleeson PA. Endosome-to-Golgi transport pathways in physiological processes. Histol Histopathol. 2011;26(3):395-408. 
47. Ksiazek TG, Erdman D, Goldsmith CS, et al. A novel coronavirus associated with severe acute respiratory syndrome. N Engl J Med. 2003;348(20):1953-1966. 
48. Du L, He Y, Zhou Y, Liu S, Zheng BJ, Jiang S. The spike protein of SARS-CoV--a target for vaccine and therapeutic development. Nat Rev Microbiol. 2009;7(3):226-236. 
49. van der Hoek L, Pyrc K, Jebbink MF, et al. Identification of a new human coronavirus. Nat Med. 2004;10(4):368-373. 
50. Woo PC, Lau SK, Chu CM, et al. Characterization and complete genome sequence of a novel coronavirus, coronavirus HKU1, from patients with pneumonia. J Virol. 2005;79(2):884-895. 
51. Zaki AM, van Boheemen S, Bestebroer TM, Osterhaus AD, Fouchier RA. Isolation of a novel coronavirus from a man with pneumonia in Saudi Arabia. N Engl J Med. 2012;367(19):1814-1820. 
52. Alsolamy S, Arabi YM. Infection with Middle East respiratory syndrome coronavirus. Can J Respir Ther. 2015;51(4):102. 
53. Gaunt ER, Hardie A, Claas EC, Simmonds P, Templeton KE. Epidemiology and clinical presentations of the four human coronaviruses 229E, HKU1, NL63, and OC43 detected over 3 years using a novel multiplex real-time PCR method. J Clin Microbiol. 2010;48(8):2940-2947. 
54. Vabret A, Mourez T, Gouarin S, Petitjean J, Freymuth F. An outbreak of coronavirus OC43 respiratory infection in Normandy, France. Clin Infect Dis. 2003;36(8):985-989. 
55. Vijgen L, Keyaerts E, Moës E, et al. Complete genomic sequence of human coronavirus OC43: molecular clock analysis suggests a relatively recent zoonotic coronavirus transmission event. J Virol. 2005;79(3):1595-1604. 
56. Desforges M, Desjardins J, Zhang C, Talbot PJ. The acetyl-esterase activity of the hemagglutinin-esterase protein of human coronavirus OC43 strongly enhances the production of infectious virus. J Virol. 2013;87(6):3097-3107. 
57. Li F. Structure, Function, and Evolution of Coronavirus Spike Proteins. Annu Rev Virol. 2016;3(1):237-261. 
58. Ruch TR, Machamer CE. The coronavirus E protein: assembly and beyond. Viruses. 2012;4(3):363-382. 
59. Neuman BW, Kiss G, Kunding AH, et al. A structural analysis of M protein in coronavirus assembly and morphology. J Struct Biol. 2011;174(1):11-22. 
60. Fehr AR, Perlman S. Coronaviruses: an overview of their replication and pathogenesis. Methods Mol Biol. 2015;1282:1-23. 
61. Szczepanski A, Owczarek K, Bzowska M, et al. Canine Respiratory Coronavirus, Bovine Coronavirus, and Human Coronavirus OC43: Receptors and Attachment Factors. Viruses. 2019;11(4). 
62. Sharma A, Lal SK. Zika Virus: Transmission, Detection, Control, and Prevention. Front Microbiol. 2017;8:110. 
63. Duffy MR, Chen TH, Hancock WT, et al. Zika virus outbreak on Yap Island, Federated States of Micronesia. N Engl J Med. 2009;360(24):2536-2543. 
64. Hayes EB. Zika virus outside Africa. Emerg Infect Dis. 2009;15(9):1347-1350. 
65. Musso D, Nilles EJ, Cao-Lormeau VM. Rapid spread of emerging Zika virus in the Pacific area. Clin Microbiol Infect. 2014;20(10):O595-596. 
66. Zanluca C, Melo VC, Mosimann AL, Santos GI, Santos CN, Luz K. First report of autochthonous transmission of Zika virus in Brazil. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2015;110(4):569-572. 
67. DICK GW, KITCHEN SF, HADDOW AJ. Zika virus. I. Isolations and serological specificity. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1952;46(5):509-520. 
68. Marini G, Guzzetta G, Rosà R, Merler S. First outbreak of Zika virus in the continental United States: a modelling analysis. Euro Surveill. 2017;22(37). 
69. Petersen LR, Jamieson DJ, Honein MA. Zika Virus. N Engl J Med. 2016;375(3):294-295. 
70. Parra B, Lizarazo J, Jiménez-Arango JA, et al. Guillain-Barré Syndrome Associated with Zika Virus Infection in Colombia. N Engl J Med. 2016;375(16):1513-1523. 
71. Mlakar J, Korva M, Tul N, et al. Zika Virus Associated with Microcephaly. N Engl J Med. 2016;374(10):951-958. 
72. Wongsurawat T, Jenjaroenpun P, Athipanyasilp N, et al. Genome Sequences of Zika Virus Strains Recovered from Amniotic Fluid, Placenta, and Fetal Brain of a Microcephaly Patient in Thailand, 2017. Microbiol Resour Announc. 2018;7(11). 
73. Sirohi D, Kuhn RJ. Zika Virus Structure, Maturation, and Receptors. J Infect Dis. 2017;216(suppl_10):S935-S944. 
 
Załączniki